流式检测细胞样本，样本少时这么做

当样本细胞数少的时候，你应该如何进行样本处理？这个问题，曾经很多做实验的都碰到过，尤其是做小动物的，例如做小鼠的胰腺组织，往往只能分离出不多的细胞，处理中又很容易丢掉，导致最后上机获取到的细胞寥寥无几，给结果解读带来很大困难。

因此，重要的是，如何尽量避免丢失，保障有足够的细胞进行实验呢。在Cyt-Geist中，汇总了以下建议，相信对遇到相同困境的FLOWER会有较大帮助：

1、建议从野生型或其他相同细胞来源获取细胞掺入进去。如果感兴趣的细胞标记了荧光蛋白，那么可以使用没有荧光蛋白标记的野生型细胞来增加细胞数量，这样既可以区分出感兴趣的细胞，又使分析过程中的细胞损失降至最低。因为细胞丢失率是一定的，当细胞总量增加后，尽管你的目标细胞比例减少了，但是丢失的绝对数也相应减少。

2、建议使用细胞系进行实验。在某些研究中，可以使用从感兴趣细胞建立的细胞系，这些细胞可以代替感兴趣的细胞来建立电压和设门等条件，这样可以大大减少样本的消耗，实现样本最大价值。

3、与血液不同，来自实体器官的原代细胞在用于流式分析之前，必须经过数个涉及机械和酶解等步骤。由于这些解离步骤，细胞完整性可能受到损害。为了保证样品质量和细胞数量，需要关注解剖手法和解离方案的优化。除了优化解离程序外，还应优化整个实验中使用的温度条件。建议使用目标细胞优化这些条件，或者至少使用与目标细胞相似的细胞（即衍生细胞系）。优化条件和方案可以更好地解离细胞，并将解离时间最小化，从而保持细胞完整性。

4、为了使细胞在准备步骤中保持“happy”和活性，建议使用无血清培养基，而不是常规使用的磷酸盐缓冲液（PBS）。应确保所使用的缓冲液不含酚红，否则可能干扰分析。另外，应考虑用于优化缓冲液，例如HEPES缓冲液在室温下的pH值优于磷酸盐缓冲液，这使其成为流式细胞术样品制备的理想选择。