酶底物法微生物检测

为什么需要如此重视医疗污水和城镇污水监管工作呢？美国PM Gundy的研究团队曾在《Survival of Coronaviruses in Water and Wastewater》一文中指出，水体中的有机物和悬浮固体可以吸附冠状病毒，为病毒的存活提供了保护。同时，从污水流向的我们不难看出，粪便最终排到了污水处理厂，这些可能携带新型冠状病毒的废水，在污水处理中形成携带病毒的气溶胶，从而形成了气溶胶传播的环境，使污水处理人员成为感染风险较大的群体，对阻止疫情传播有很大的影响。因此，医疗机构、污水处理机构及环境监测部门，都是控制病毒通过污水传播的关键。 目前，为有效防止新型冠状病毒通过粪便和污水扩散传播，生态环境部门要求对要接收新型冠状病毒感染的肺炎患者或疑似患者诊疗的定点医疗机构（医院、卫生院等）、相关临时隔离场所及研究机构，严格执行《医疗机构水污染物排放标准》，并参照《医院污水处理技术指南》、《医院污水处理工程技术规范》和《新型冠状病毒污染的医疗污水应急处理技术方案（试行）》等有关要求，对污水和废弃物进行分类收集和处理，确保稳定达标排放；同时，地方生态环境部门要督促城镇污水处理厂切实加强消毒工作，结合实际，采取投加消毒剂或臭氧、紫外线消毒等措施，确保出水粪大肠菌群数指标达到《城镇污水处理厂污染物排放标准》要求。 通过对比以上标准发现，在这些污水处理过程中，粪大肠菌群数是评判污水处理是否合格的关键微生物指标。研究表明，污水中粪大肠菌群数量与肠道致病菌数量存在相关关系，当污水中粪大肠菌群数超过1174个/L时，即可在污水中检出病原菌，因此将粪大肠菌群数作为特征指示性指标对这些微生物进行控制。 根据检测方法、应用领域和污染情况的不同，各标准中对粪大肠菌群数的限量也不同（表1）。目前，可用于检测水体中粪大肠菌群数的方法有4种，分别是多管发酵法、膜过滤法和快速荧光检测法、酶底物法，其中前三种认可度较高，且使用较广泛。 1 膜过滤法 膜过滤法是目前最常用于水体中粪大肠菌群数检测的一种标准方法，也是《新型冠状病毒污染的医疗污水应急处理技术方案（试行）》中的指导方法，可于地表水、地下水、生活污水、工业废水及医疗污水等样本的检测。 该方法使样品通过孔径为0.45μm的滤膜过滤，细菌被截留在滤膜上，然后将滤膜置于MFC选择性培养基上，在特定的温度(44.5℃)下培养24h，胆盐三号可抑制革兰氏阳性菌的生长，粪大肠菌群能生长并发酵乳糖产酸使指示剂变色，通过颜色判断是否产酸，并通过对呈蓝色或蓝绿色的菌落进行计数，从而测定样品中粪大肠菌群浓度。 膜过滤法的关键在于样品前处理，需借助抽滤装置才可完成，使微生物被截留在无菌滤膜上，并通过物理的方式进行富集，以保证粪大肠菌以菌落形态被检出。目前，市面上已有较为成熟、有效的的水中膜过滤装置，可用于水体中微生物前处理操作。专为水质样品前处理、富集等操作设计；结构精巧，配合精密抽滤泵，保证良好的抽滤效果；不锈钢材质，可高温高压灭菌，避免交叉污染；直抽直排，防止废液倒吸。 2 多管发酵法 多管发酵法又称最大可能数（most probable number，MPN）法或稀释培养计数法，该方法是用于检测地表水、地下水、生活污水和工业废水中粪大肠菌群的测定中粪大肠菌群数的一种标准方法。 该方法是一种基于泊松分布的间接计数法，利用统计学原理，根据一定体积不同稀释度样品经培养后产生的目标微生物阳性数，查表估算一定体积样品中目标微生物存在的数量（即单位体积存在目标微生物的最大可能数）。 采用多管发酵法时，先将样品加入含乳糖蛋白胨培养基的试管中，37℃初发酵富集培养，大肠菌群在培养基中生长繁殖分解乳糖产酸产气，产生的酸使溴甲酚紫指示剂由紫色变为黄色，产生的气体进入倒管（杜氏小管）中，指示产气。然后再44.5℃复发酵培养，培养基中的胆盐三号可抑制革兰氏阳性菌的生长，最后产气的细菌确定为是粪大肠菌群。最后通过查MPN表，即可得出粪大肠菌群浓度值。 实验小贴士 该方法在操作过程中，根据样品检出限的不同，可选择12管法（检出限为3MPN/L）或15管法（检出限为3MPN/L）进行实验，因此需要大量使用试管和液体培养基（每个样品需准备12或15支试管）。若检测样品量较大时，建议可采用培养基分液器来降低工作量。可用于生理盐水、液体及半固体培养基自动分装；1L溶液分装到100个MPN法试管中，最快仅需2分钟；微电脑系统与精密泵体联合控制，分装精度高；分装量、分装速度、分装时间、停顿时间、分装次数等参数可自由设定。 采用自动微生物试剂分液器进行实验用品准备，不仅能实现准确的连续分装，还可在保证进度的同时，大大降低工作量。 3 快速荧光检测法 快速荧光检测法是一种利用ATP荧光原理与微生物特性相结合的快速检测方法，虽然该方法暂未被纳入国家标准中，但由于其操作方便，检测与培养时间短（仅为膜过滤法、多管发酵法的1/3），目前被很多大型企业作为内部微生物自检的一种重要手段。通过与对应的采样、增菌拭子配合使用，可快速检测水体中粪大肠菌群数量。 快速荧光检测法是在荧光素酶（lueiferase）和Mg2+的作用下，荧光素（lueiferin）与ATP发生腺苷酰化反应后被活化，活化的荧光素与荧光素酶相结合，形成了荧光素-AMP复合体焦磷酸（PPi）。该复合物在氧化作用下，产生荧光信号。通过ATP检测液检测微生物ATP的发光量，达到检测细菌的目的。该方法现已获得AOAC研究机构的检测方法性能担保认证。 目前，杭州大微已开发了DW-ES800型微生物实时检测系统，该系统基于ATP荧光快速检测法，采用双模块设计，实现对水体中粪大肠菌群、大肠菌群、大肠杆菌、细菌总数等多种微生物的检测和计数。耗时短：培养时间短（定性8小时，定量1~8小时），检测时间仅需15秒范围广：细菌总数、大肠杆菌、总大肠菌群、粪大肠菌群等多种微生物效率高：双培养通道，可同时培养不同温度微生物易操作：五步即可完成（增菌拭子采样→培养→转移→检测拭子激活→检测）可将RLU值转换为CFU值 4 酶底物法 酶底物法是检测水体中大肠菌群、粪大肠菌群和大肠埃希氏菌的一种标准方法。该方法是利用在特定温度下培养特定的时间，总大肠菌群、粪大肠菌群、大肠埃希氏菌能产生特定的β-半乳糖苷酶将选择性培养基中的无色底物邻硝基苯-β-D-吡喃半乳糖苷（ONPG）分解为邻硝基酚（ONP），呈黄色反应；且大肠埃希氏菌同时又能产生β-葡萄糖醛酸酶将选择性培养基中的4-甲基伞形酮-β-D-葡萄糖醛酸苷（MUG）分解为4-甲基伞形酮，在紫外灯照射下呈荧光反应。统计阳性反应出现数量，查MPN表，再除以接种样品的稀释度。计算相应水样中总大肠菌群、粪大肠菌群、大肠埃希氏菌的浓度值。由于操作起来较为繁琐，工作量巨大，故在日常检测中很少被使用。

微生物包括细菌、霉菌、真菌和藻类等，虽然大部分微生物都对人体无害，但是由细菌病毒引发的传染病的发病率和病死率在所有疾病中占据第1位。微生物对人类蕞重要的影响之一是导致传染病的流行，所以微生物的检测十分重要。常用的几种微生物检测方法：1、琼脂平板培养法因培养基不同，琼脂平板法分为选择性培养基检测法和显色培养基检测法。选择性培养基是在培养基中加入选择性抑制剂来抑制非目标微生物生长 显色培养基是在培养基中加入细菌特异性酶的显色底物，以菌落颜色区分目的菌落与非目的菌落。2、显微镜镜检法将待测样品中的微生物富集后，于油镜下直接计数。显微镜镜检法通常与琼脂平板培养法结合使用，通过琼脂平板培养法对菌落进行定性分析，再用显微镜进行定量计数。传统检测方法虽然对设备要求不高，技术含量也偏低，但耗时长，人工消耗量大，一般检测实验室可根据实际情况合理挑选检测方法，无需拘泥于方法选择的形式。3、微生物测试片检测技术一般情况下，微生物测试片由印有网格的聚丙烯薄膜和覆盖有培养基和显色物质的聚乙-烯薄膜组成。待测样品经过处理后可直接接种在微生物测试片上，然后放置在适宜的温度下培养——使固定在测试片上的显色物质与待检微生物生长产生的特异性酶发生显色反应，形成有颜色的菌落，通过对这些菌落进行计数便可实现检测。测试片法菌落典型，易于判读，且因其操作简便、计数直观，多数可缩短培养周期从而快速得到结果，而且人为操作环节较少，商品化程度高，避免了因人为因素造成误差较大的缺点。测试片法是蕞为成熟的食源性微生物快速检测方法之一。对于一些热敏感的细菌，由于测试片在整个操作过程中均处于常温环境，可有效避免热损伤，因此能够提供更加精-准的计数结果。测试片可分别检测菌落总数、大肠菌群及大肠杆菌计数、霉菌和酵母计数、肠杆菌科计数、金黄色葡萄球菌和沙门氏菌等，且微生物测试片与传统检测方法之间的相关性非常好，均可达统计学上无显着性差异。目前，因其快速简便的特性，故已广泛应用于我国食品行业和环境、过程及成品的检测。

大家好，本周分享一篇发表在ACS central science上的文章，题目是Redirecting RiPP Biosynthetic Enzymes to Proteins and Backbone-Modified Substrates，通讯作者是来自UC伯克利分校的Matthew B. Francis教授和Alanna Schepartz教授。核糖体合成和翻译后修饰多肽 (RiPP，Ribosomally synthesized and post-translationally modified peptides) 是肽衍生的天然产物，具有强效的抗菌、抗病毒和抗癌特性。RIPP 生物合成始于核糖体合成的多肽，其 N 端先导序列 (~20–110 aa) 会招募一种或多种能够对相邻 C 端底物序列进行多种翻译后修饰 (PTM) 的内源酶。环化脱水酶和脱氢酶是其中研究得非常充分的 RiPP 酶。这些酶共同催化分子内环化和随后的芳构化反应，在多肽链中安装恶唑啉/恶唑和噻唑啉/噻唑杂环。Naismith 及其同事设计了一个环化脱水酶家族，先导肽与脱水酶催化剂的 N 端而不是与底物多肽的N端相融合。这些酶，尤其是LynD Fusion (LynD-F)和 MicD Fusion (MicD-F)，以不依赖先导肽的方式发挥作用，以促进含有 C 末端上Ala-Tyr-Asp (AYD) 识别序列的多肽环化脱水。此外， Schmidt 和同事证明了两种脱氢酶 ArtGox 和 ThcOx 也接受无先导肽底物。总而言之，与基于嵌合先导肽或先导肽交换的方法不同，这些酶代表了一种完全无先导的途径得到安装噻唑和恶唑键的多肽。在本文中，作者报告了使用 MicD-F和 ArtGox共同作用来处理含有多种翻译相容的氨基苯甲酸衍生物和 β-氨基酸的多肽底物，得到含恶唑啉/恶唑和噻唑啉/噻唑杂环的骨架。作者在测试中发现，MicD-F 和 ArtGox 在 +1 位点（环化反应位点前一个残基）和-1位点（环化反应位点后一个残基）均接受具有不同结构的底物，且-1 位点对非α-氨基酸单体的耐受性低于 +1 位点。作者进一步实验证明，RiPP 生物合成酶可以重定向到完整的折叠蛋白。他们发现MicD-F 和 ArtGox 可以在蛋白质loop和linker安装杂环骨架，而不会破坏天然的三级折叠。即使插入的 CAYD 序列在mCherry（一种大的 β-桶蛋白）的C 末端，或是嵌入在二聚体 α-螺旋束蛋白 Rop中的loop区，仍然可以得到折叠完好的球蛋白产物，其中含有构象受限的、完全非天然的杂环骨架。作者认为他们的研究代表了第一个在环化位点旁边含有多种非α-氨基酸单体的多肽中进行无前导azol(in)e生物合成的例子，以及第一个含有翻译后安装的杂环的折叠蛋白。作者还通过计算揭示了这些杂环限制构象空间的程度；它们还在合成中消除了肽键——这两种特征都可以提高稳定性或增加接头序列的功能，这在新兴的生物治疗药物中很常见。作者认为这项工作提出了一种扩展蛋白质组的化学多样性的一般策略。本文作者：Cyao责任编辑：LDY原文链接：https://pubs.acs.org/doi/full/10.1021/acscentsci.1c01577文章引用：DOI：10.1021/acscentsci.1c01577