细胞培养基指标检测

细胞培养基是人工模拟细胞在体内生长的营养环境，是提供细胞营养和促进细胞生长增殖的物质基础。培养液或培养基的含义几乎相同，英文都是medium。当它是粉剂时，倾向性地称为培养基，而将粉剂配成液体后，多称为培养液。培养液中常常补加血清、抗生素等成分。培养基主要包括天然细胞培养基、合成细胞培养基和无血清细胞培养基等。细胞培养基的质量标准和检测方法澄清度水是细胞培养基的溶剂。细胞培养基中的营养成分只有完全溶解于水才能被细胞吸收摄取，细胞才能生长增殖，因此细胞培养基是否溶解以及培养液是否透明澄清直接影响培养基使用。该项目是通过对水溶解后的细胞培养基的澄清度检查，判断细胞培养基的澄清度。 按中华人民共和国药典2005年版二部附录Ⅸ B进行。pH 值哺乳类动物细胞生长需要合适的酸碱度，pH过高或者过低都会导致细胞死亡。pH值的测定也可以检查细胞培养基的批间差。清大天一标准规定取规定量供试品，用注射用水（水温20℃-30℃）溶解至1L，加入规定量碳酸氢钠到上述溶液中，用与细胞培养基溶液pH值相近的两点标准缓冲液校准后的酸度计进行测定。按中华人民共和国药典2005年版二部附录Ⅵ H进行；加入规定量的碳酸氢钠到上述溶液中，按中华人民共和国药典2005年版二部附录Ⅵ H进行干燥减量的质量分数细胞培养基具有吸湿性，在空气中放置水分会很快升高，干燥减量的质量分数表示产品中含湿量。细胞培养基是有菌制剂，其丰富的营养成分有利于微生物生长，控制细胞培养基中的水分可以防止微生物的繁殖，保持细胞培养基的养分。按中华人民共和国药典2005 年版二部附录Ⅷ L 干燥失重测定法进行。渗透压溶剂通过半透膜由低浓度向高浓度溶液扩散的现象称为渗透，阻止渗透所需施加的压力，称为渗透压。细胞必须生活在等渗环境中，动物细胞借助K＋、Na＋维持渗透平衡。大多数细胞对渗透压有一定的耐受性。但是培养液渗透压过高容易使细胞脱水wei缩，培养液渗透压过低容易使细胞膨胀破裂，因此要控制培养基的渗透压范围。按中华人民共和国药典2005 年版二部附录Ⅸ G 渗透压摩尔浓度测定法进行。细菌内毒素细菌内毒素是许多病原性细菌所产生的毒素。它的特殊性在于不是细菌或细菌的代谢产物，而是细菌死亡或解体后才释放出来的一种具有生物活性的物质。培养基细菌内毒素过高，对生物制品疫苗（如狂犬、乙肝疫苗）、基因工程药品等注射用的药品都需要检查细菌内毒素。 因此本项目的检验符合生物制品质量控制要求。常规细胞培养基的细菌内毒素标准定为＜10 EU/ml。称取本品规定量（见表4-12）的1/100，加入细菌内毒素检查用水10 mL溶解，吸取该溶液0.1 mL加细菌内毒素检查用水3.9 mL，混匀即得试样。按中华人民共和国药典2005 年版二部附录Ⅺ E 细菌内毒素检查法中的凝胶法进行。微生物限度细胞培养基不是无菌产品，其中的微生物在一定条件下会吸收细胞培养基中的营养物质滋生繁殖，导致细胞培养基变质失效。控制细胞培养基中细菌和霉菌，是延长细胞培养基有效期的方法之一。清大天一在参考《中华人民共和国药典》2005版二部附录第100页的口服给药制剂的微生物限度标准，并严于该标准，规定细胞培养基产品的细菌数每1g不得超过200个，霉菌数每1g不得超过50个。称取样品1 g，加入无菌纯化水10 mL溶解，混匀即得试样。按中华人民共和国药典2005年版二部附录Ⅺ J 微生物限度检查法进行，检查项目为细菌数、霉菌数。检查法采用平皿法。细胞生长试验这是一个性能特性表述的要求。细胞培养基的功能就是培养哺乳类动物细胞，因此经过细胞培养效果的检验是产品质量优劣的直观表述，这也是很多生物制药用户要求的一项指标。目前国内尚无细胞培养和计数的法定方法，可参考《体外培养的原理与技术》中细胞计数fa论述的内容给出。按产品说明书配制培养液进行细胞培养，前四天用含10％小牛血清的培养液培养，观察细胞形态并计数，检查细胞培养基是否有促生长的能力。后三天用不含小牛血清的培养液维持培养，观察细胞形态并计数，检查细胞培养基中是否有不利细胞生长的毒素。本试验用细胞为VERO细胞。细胞培养液的储存，细胞培养液的储存条件一般为2－8℃、密闭、避光保存，但要注意如下几点：1） 过滤后的完全培养液，即添加了血清、谷氨酰胺、抗生素等的培养液要尽快使用，一般在2－3周内使用完。培养液中的L-谷氨酰胺是不稳定的，不同温度L－谷氨酰胺的降解。2） 灭菌后的未加L-谷氨酰胺等添加剂的培养基溶液，一般可在4℃保存6～9个月，也可冷冻保存，用时解冻3） 高压除菌后的培养基应置4℃保存，不能因为其可耐受高温而忽略储存温度。4） 添加某些生长因子、激素等添加物，可能会改变培养液的储存条件，比如温度、时间等方面的要求

1、细胞培养基的种类按照细胞培养基的发展历史，细胞培养基大致可分为平衡盐溶液、天然细胞培养基、合成细胞培养基、无血清细胞培养基、限定化学成分细胞培养基等几大种类。1.1 平衡盐溶液（balanced salt solution，BSS）BSS主要是由无机盐、葡萄糖组成，它的作用是维持细胞渗透压平衡，保持pH稳定及提供简单的营养。其主要用于细胞的漂洗、配制其他试剂等。几种常用的BSS配方如下（表1-1）。D-Hank' s与Hank' s的一个主要区别是前者不含有Ca2+和Mg2+，因此D-Hank' s常用于配制胰酶溶液。因为Ca2+、Mg2+是细胞膜的重要组成成份，参与细胞粘附等功能，使用不含Ca2+、Mg2+的BSS可避免细胞结团。此外，Hanks液和Earle液是常用的BSS基础溶液，前者缓冲能力较弱，适合于密闭培养；后者缓冲能力较强，适合于5% CO2的培养条件。表1-1 几种常用的BSS配方（g/L）名称PBS（无Ca2+、Mg2+）PBS（含Ca2+、Mg2+）Earle’sHank’sD-Hank’sKrebs-RingerNaCl8.008.006.808.008.007.00KCl0.200.200.400.400.400.34CaCl2--0.200.14-MgCl2• 6H2O-0.10---MgSO4• 7H2O--0.20.2-Na2HPO41.151.15-0.0480.0480.10Na2HPO4• 2H2O--0.14--0.207KH2PO40.200.20-0.060.06NaHCO3--2.200.350.35-葡萄糖--1.001.00-1.80酚红--0.010.010.01-目前用于细胞培养的血清主要是牛血清，培养某些特殊细胞也用人血清、马血清等。牛血清对绝大多数哺乳动物细胞都是适合的，但并不排除在培养某种细胞时使用其他动物血清更合适。血清中含有各种血浆蛋白、多肽、脂肪、碳水化合物、生长因子、激素、无机物等，这些物质对促进细胞生长或抑制生长活性是达到生理平衡的。此外，血清含一些对细胞产生毒性的物质，如多胺氧化酶，能与来自高度繁殖细胞的多胺反应（如精胺、亚精胺）形成有细胞毒性作用的聚精胺。补体、抗体、细菌毒素等都会影响细胞生长，甚至造成细胞死亡。目前，血清多作为一种添加成分与合成培养基混合使用，使用浓度一般为5~20 %，最常用是10 %。1.2 合成细胞培养基合成培养基是根据天然培养基的成分，用化学物质模拟合成、人工设计、配制的培养基。最早开发的基础培养基（minimal essential medium, MEM），其本质为含有盐、氨基酸、维生素和其他必需营养物的pH缓冲的等渗混合物。在此基础上，DMEM、IMDM、HAM F12、PRMI1640等各种合成细胞培养基被不断开发出来。常用合成培养基的配方此处不详细介绍，其特性及应用的范围见下表：哺乳动物细胞培养基：培养基名称特性及应用范围199细胞培养基添加适量的血清后，可广泛用于多种细胞培养，并用于病毒学、疫苗生产等MEM细胞培养基MEM（Minimal Essential Medium）培养基有含Earle' s平衡盐的类型，也有含Hanks' 平衡盐的类型；有高压灭菌型的，也有过滤除菌型的；还有含非必需氨基酸的类型。是最基本、适用范围最广的细胞培养基。DMEM细胞培养基DMEM（Dulbecco’s modified Minimal Essential Medium）是由Dulbecco在MEM培养基的基础上改良获得的，各成分份量加倍，分低糖（1000mg/L）、高糖（4500mg/L）两种类型。细胞生长快。附着稍差的肿瘤细胞、克隆培养用高糖效果较好，常用于杂交瘤的骨髓瘤细胞和DNA转染的转化细胞培养。IMDM细胞培养基IMDM（Iscove’s modified DMEM ）是由Iscove在DMEM基础上改良，增加了几种氨基酸和胱氨酸量等。可用于杂交瘤细胞培养，以及无血清培养的基础细胞培养基。GMEM细胞培养基Glasgow’s MEM培养基是MEM的改进型，用于支持BHK-21细胞的生长。原配方以BME为基础， 加入10%磷酸胰蛋白(月示)肉汤，氨基酸和维生素浓度加倍。RPMI-1640细胞培养基专门针对淋巴细胞培养设计，含有BSS、21种氨基酸、维生素等，广泛适于多种正常细胞和肿瘤细胞的培养，也用做悬浮细胞培养。HamF12细胞培养基含微量元素，可在血清含量低时用，适用于克隆化培养。F12适用于CHO细胞，也是无血清细胞培养基中常用的基础细胞培养基。DMEM/F12细胞培养基将DMEM和F12按照1:1比例混合，混合后营养成份丰富，血清使用量也减少，常作为开发无血清细胞培养基时的基础细胞培养基。McCoy' s5AMcCoy' s 5A Medium 主要为肉瘤细胞的培养所设计，可支持多种(如骨髓、皮肤、肺和脾脏等)原代细胞的生长，除适于一般的原代细胞培养外，主要用于作组织活检培养、一些淋巴细胞培养以及一些难培养细胞的生长支持。例如Jensen大鼠肉瘤成纤维细胞、人淋巴细胞、HT-29、BHL-100等上皮细胞。William' s Medium E适用于大鼠肝上皮细胞的长期细胞培养。神经元基础培养基可为神经元生长提供基础营养物质。昆虫细胞培养基：培养基名称特性及应用范围Grace' s昆虫培养基Grace昆虫培养基（Grace' s Insect Medium）最初设计为支持澳大利亚白星橙天蚕蛾 (Antherea eucalypti) 细胞 的生长，是对Wyatt培养基的改良，以更接近 Antherea 血淋巴。Grace用这种培养基建立了第一个连续细胞系。适当补充添加剂后，该基本培养基已用于培养各种昆虫细胞，包括多种鳞翅类以及一些双翅类昆虫。Grace昆虫细胞培养基主要作为 培养基基础，用于培养Sf9 和Sf21细胞系，也用于其它鳞翅类昆虫细胞系的生长和维持。Grace' s培养基(Grace’s Insect Cell Culture Medium) 是无血清培养基，使用时需要补充血清，从而为细胞提供必要的营养因子。添加5 -20%胎牛血清后，Grace昆虫细胞培养基可以用于培养多种昆虫细胞。IPL-41 昆虫培养基 IPL-41昆虫培养基（IPL-41 Insect Medium）旨在用于大规模扩增草地贪夜蛾（Spodoptera frugiperda）细胞系，也常用于通过杆状病毒表达系统（BEVS）进行蛋白表达。 IPL-41培养基是对原始IPL配方的改良，由美国农业部昆虫病理实验室Weiss等人开发，用于大规模扩增草地贪夜蛾衍生细胞系。Weiss向基础培养基中加入了胎牛血清和TPB培养基（Tryptose Phosphate Broth），成功地实现了IPL-21 AE (III)细胞系的大规模连续培养。该培养基主要用于培养和维护鳞翅类衍生细胞系和扩增这些细胞系的病毒。IPL-41培养基基础也以用于无血清夜蛾细胞的杆状病毒重组蛋白表达。Shield' s & Sang Insect向Sheilds-Sang M3昆虫培养基中添加10%胎牛血清后广泛用于培养各种果蝇细胞系。Sheilds-Sang M3昆虫培养基（Sheilds and Sang M3 Insect medium） 基于D22培养基。该培养基支持黑腹果蝇衍生细胞的生长。Sheilds和Sang将原配方中的氯化物除去，用谷氨酸盐提供钠和钾离子，并用游离氨基酸替代乳白蛋白水解物。Bis-Tris作为缓冲剂放置pH变动。Schneider' s 果蝇培养基 很多昆虫组织培养基的配方是模拟特定昆虫体液的主要物理化学性质。针对相同物种的不同培养基成分的相似度可能比针对不同物种的培养基之间更低。有多种培养基用于果蝇细胞和组织的体外培养。应用最多的是Schneider 培养基、D-22 培养基。果蝇细胞用于研究各种生物化学过程，包括遗传学、内分泌学、生理学和细胞生物学等方面，以及重组蛋白的表达。加入5-20% 胎牛血清后Schneider培养基能够支持黑腹果蝇（Drosophila melanogaster）原代细胞和建立的细胞系的快速生长。该培养基用于培养和维护果蝇胚胎衍生的细胞系以及其它双翅目昆虫细胞培养物细胞培养基常用几种重要的添加成分及使用过程中应注意的问题酚红在细胞培养基中用作pH值的指示剂。一般情况下，可以通过酚红的指示作用判断培养基的pH值，但低血清或是无血清细胞培养基中酚红的含量与普通细胞培养基中的酚红含量不同，不能通过肉眼观察或通过经验来判定pH值，建议使用pH计进行测定。酚红通常对含血清的细胞培养基生产的生物制品质量并不会产生明显影响，也可通过纯化技术去除，但酚红在无血清细胞培养基中可能带来胞内钠/钾失衡，影响细胞生长。碳酸氢钠在细胞培养基中主要是作为缓冲系统，此外还具有调节渗透压的作用。通常产品使用说明中的碳酸氢钠推荐量是一个标准、安全量，是在科学的基础上根据实践经验所得。但是由于不同的细胞系（株）不同，同一株细胞适应环境也可能不同（细胞耐受性不同等），且存在的地域性水质差异等，在实际生产过程中也可稍作改动，但使用者需做相应的检测（理化及细胞生产试验等）。HEPES是一种非离子缓冲液，在pH 7.2 ～7.4范围内具有较好的缓冲能力，在高浓度时对一些细胞可能有毒。HEPES缓冲液可与低水平的碳酸钠（0.34 g /L）共用，以抵消因额外加入HEPES引起的渗透压增加。其安全浓度范围是10～25 mmol/L。丙酮酸钠可以作为细胞培养中的替代碳源，尽管细胞更倾向于以葡萄糖作为碳源，但是在没有葡萄糖的条件下，细胞也可以代谢丙酮酸钠。谷氨酰胺在溶液中很不稳定，4 ℃下放置1周可分解50 %，使用中最好单独配制，置-20 ℃冰箱中保存，使用前加入细胞培养液中。赖氨酸（L-lysine）：分子量大于70,000的多聚赖氨酸可以用于促进细胞贴壁生长，也可以用于组织学(Histology)分析时的粘片剂。Poly-L-lysine和Poly-D-lysine都可以用于促进细胞的贴壁生长。Poly-L-lysine可以被某些细胞所消化并吸收，摄入过多的Poly-L-lysine会产生一定的细胞毒性。如果遇到Poly-L-lysine有细胞毒性的情况，可以考虑选用Poly-D-lysine，因为右旋的聚赖氨酸是不会被生物吸收利用的，所以毒性更低。远慕生物致力于生物技术和生命科学等行业领域，专注于植物生物学技术研究，以满足全球不断增长的食品，能源、医药日益增长的需求和发展。目前远慕生物制造和提供的产品主要有动物细胞培养产品（包括细胞培养基、FBS、缓冲溶液、抗菌剂和其他试剂）和植物生物学产品（包括植物组织培养基、凝胶系列产品、植物生长调节剂、抗生素&抗菌剂、生化试剂以及植物组培容器和耗材）。

p　　strongspan style="color: rgb(0, 112, 192) "简介/span/strong/pp　　用于重组蛋白和单克隆抗体(mAb)生产的细胞培养工艺有不同的方式。补料分批(Feb-Batch)工艺由于操作简单，且较易规模放大，被临床和商业化生产广泛采用，目前的技术发展已可在18天内获得20-30x10^6cells/mL的细胞密度，同时获得 10g/L的滴度水平。/pp　　灌流工艺以往更多用于生产不稳定的产品，如血液凝集因子和酶类产品，但也有用于生产 mAb产品，如Remicade(英利昔单抗)。在灌流培养中，通过培养基置换，降低产物在反应器内的滞留时间，而灌流速率取决于特异性的产物和/或工艺需求。/pp　　近几年，在上游工艺中，基于灌流的工艺强化获得了极大的发展，驱动力主要来自于对降低成本和占地的需求，以及提高设备灵活性。随着细胞系、培养基和细胞截留设备的发展，现在的灌流工艺已可获得较高的细胞密度和产量，使其成为一个非常有吸引力的选择，包括mAb的生产。例如，在mAb生产中，结合2vvd的培养基置换速率，通常可达到50-60x10^6cells/mL的稳态细胞密度，以及高达4g/L/day的生物反应器产率。此外，浓缩补料分批(CFB)也可以通过培养基置换，维持高细胞密度，而将产物截留在生物反应器内。/pp　　灌流和CFB的差异在于所用的中空纤维膜的孔径。对于抗体，使用Per.C6细胞系，可在12-13天内，达到21.4g/L的终产物滴度(峰细胞密度 150x10^6cells/mL)，而使用CHO细胞系时，可在16天内达到25.3g/L的滴度，峰细胞密度 180x10^6cells/mL。随着生物反应器产率的提高，可使用占地更小、成本更低的一次性设备，来替代大规模的不锈钢设备(10,000-25,000L)，通过增加设备轮转或连续工艺，生产等量的产物。/pp　　尽管灌流工艺可使用基于过滤的细胞截留设备，如TFF和ATF，在生物反应器内获得并维持高细胞密度，但通常会要求使用较高的培养基置换速率，以将高密度细胞的活性维持在可接受的水平。与不同工艺相关的培养基成本是评估其生产等量产物时经济性的关键因素。而即使单位培养基成本适当，较高的培养基置换速率也会显著影响生产产品成本(CoG)，亦即，上游操作成本与培养基成本紧密相关。/pp　　生产单位产品的总生产CoG和上/下游成本的比重会随产物滴度和设备尺寸的变化而变化。在分析CoG的所有输入值中，一旦工艺确定，培养基用量及其成本是固定的，不管设备、设施等是否发生改变。细胞培养工程师的一个主要目标是降低培养基成本，同时获得高产量。本文使用相同的基础(basal)和补料(feed)培养基，稍作优化，开发了具有高生物反应器产率的不同细胞培养工艺(补料分批、灌流和CFB)，并比较了不同操作模式的生物反应器产率及其相关的培养基成本。/pp　　strongspan style="color: rgb(0, 112, 192) "实验/span/strong/pp　　实验使用生产单克隆抗体的重组CHO细胞系，不同工艺使用相同的3L生物反应器，培养基使用专利的基础(basal)和补液(feed)培养基，后者又分为两种补液-A和补液-B，均富含葡萄糖、氨基酸、维他命等。详细细胞系和种子扩增、生物反应器操作信息请参看原文。/pp　　对于补料分批培养，反应器起始工作体积1.5L，接种密度为0.5或2x10^6cells/mL，后者通过3天的N-1灌流来达到目标密度。生物反应器补液以每日葡萄糖水平为基础进行。/pp　　对于CFB工艺，使用50kD PS中空纤维过滤器的灌流设备，对于灌流，使用0.2μm PES中空纤维过滤器的灌流设备。接种密度1x10^6cells/mL，工作体积1.3L，一般第2天开始培养基置换，最大置换速率1vvd。灌流培养在第8天开始进行细胞废弃(cell bleeding)，以维持所需细胞密度和活性。/pp style="text-align: center"img src="http://img1.17img.cn/17img/images/201711/insimg/b370cbae-a09d-4aad-901e-9998bacb5c16.jpg" title="1_副本.jpg"//pp style="text-align: center "　　strongspan style="color: rgb(0, 112, 192) "不同细胞培养模式图解(xu et al, 2017)/span/strong/pp　　细胞培养每日取样分析，详细分析内容和方法，请参考原文。/pp　　strongspan style="color: rgb(0, 112, 192) "讨论/span/strong/pp　　不同操作模式的细胞培养性能/pp　　实验测试操作模式包括：补料分批、灌流和CFB，使用相同的3L生物反应器规格以及基础和补料培养基组合，以便比较细胞/生物反应器产率和培养基成本。/pp　　补料分批模式 对于补料分批模式，接种密度为0.5或2x10^6cells/mL，后者通过N-1灌流，可使对数生长期降低2天，所以8天就可达到峰密度，而前者需要10天。两种条件达到的峰细胞密度范围均为20.2-26.2x10^6cells/mL。两种接种密度在第14天分别达到5.4± 0.1g/L和6.8± 0.2g/L的滴度。生物反应器单位体积产率(VPR)按最终生物反应器滴度除以培养周期计算。2x10^6cells/mL接种密度条件，相比0.5x10^6cells/mL，可获得更高的VPR(0.49± 0.01g/L/day vs. 0.39± 0.01g/L/day)，主要是由于前者降低了起始生长阶段的时间，延长了生产期。/pp　　灌流模式 在灌流培养中，使用了2种不同的培养基组成：1种只使用基础培养基，另一种为基础加补液-A。在培养过程中，通过合适的cell bleeding，维持较高的活性 85%。只使用基础培养基时，平均细胞密度为44± 4.1x10^6cells/mL，从第8天至32天的日产量为0.7± 0.04g/L/day。在基础+补液条件中，随细胞密度的增加，补液-A作为培养基置换的一部分，逐渐引入，而总培养基置换率保持为1vvd，平均细胞密度增加至73.9± 5.4x10^6cells/mL，日产量增加至2.29± 0.28g/L/day。细胞特异性产率从16.0± 1.2pg/cell/day增加至30.1± 2.3pg/cell/day，从而使反应器产量增加~230%。/pp　　浓缩补料分批模式(CFB) 与灌流相似，评估了只使用基础培养基和使用基础+补液培养基的条件。与灌流工艺相比，CFB不需要进行cellbleeding，细胞质累积至更高的水平。当只使用基础培养基时，在第18天达到峰细胞密度72.0± 9.6x10^6cells/mL，上清液滴度为12.2± 0.6g/L。使用基础+6%补液-A+2%补液-B时，峰细胞密度为117.4x10^6cells/mL，第18天上清液滴度为21.4g/L，使用基础+8% 补液-A +8% Feed-B时，峰细胞密度为83.4x10^6cells/mL，第18天上清液滴度为36.7g/L。可见，增加补液-A和补液-B的量，可显著提高细胞特异性产率至45.1pg/cell/day。/pp　　细胞特异性产率、生物反应器产率和产物质量/pp　　当只使用基础培养基时，批次、灌流和CFB工艺可达到相似的qP，范围为14.7-17.1pg/cell/day。在此条件下，累积的细胞数量会直接影响产物滴度和单位体积产率。正如预期，批次培养的VPR显著较低，仅为0.08g/L/day，而灌流和CFB工艺由于可维持更高的细胞密度，可获得相当的VPR，0.68-0.70g/L/day。/pp　　浓缩补液培养基通常用于补料分批工艺，以提高细胞生长和细胞特异性产率。在此研究中，补加补液培养基，可显著提高qP和VPR。对于补料分批培养，qP提高至29.4-32.0pg/cell/day，VPR达到0.39g/L/day(接种密度0.5x10^6cells/mL)或0.49g/L/day(接种密度2x10^6cells/mL)。N-1灌流获得的更高的接种密度可提高VPR，因为缩短了生长期的时间，延长了生产期，提高产量。但是，即使与只使用基础培养基的灌流和CFB相比，补料分批培养的VPR仍较低，因为细胞密度差别显著。/pp　　相比补料分批工艺，只使用基础培养基以1vvd的速率进行培养基置换时，可轻松地将细胞密度提高2-3倍。而与只使用基础培养基的条件相比，在灌流培养中补充10%补液-A可使VPR提高~230%，qP提高~90%。相似的，在CFB工艺中，补充不同比例的补液-A和补液-B可将VPR提高至1.19-2.04g/L/day。/pp　　最近有报道显示，长寿命的人浆细胞可在体外维持120pg/cell/day的IgG分泌率，对于基因工程哺乳动物细胞，最高生产速率估计为~100pg/cell/day。qP的提高将来自于细胞系和培养基的优化。所以，理论上，在灌流工艺中，如稳态细胞密度维持为100x10^6cells/mL时，每日产量可高达10g/L/day。/pp　　实验同时评估了不同操作模式的产物质量特征，结果显示，CFB会形成更高水平的HMW和稍高的酸性异构体，主要是由于产物所暴露的细胞培养环境。在补料分批和浓缩补料分批中，产物滞留时间为整个培养周期。此外，在仅使用基础培养基的CFB工艺中，HMW最高，说明培养基组成可能在HMW形成中扮演了重要的角色。但是，产生的HMW仍低于5%，且大部分可在纯化步骤中去除。另一方面，即使是相同的高细胞密度环境和相似的培养基组成，灌流培养的酸性异构体和HMW更低，可能是由于产物在罐内更低的滞留时间。/pp　　培养基成本分析/pp　　由于细胞系或培养基组成的变化会显著影响产物滴度/产率，所以对不同操作模式的比较需使用相同的细胞系和培养基条件才有意义。本文使用从小规模生物反应器获得的细胞培养性能，来比较不同操作模式的培养基成本，并假定在规模放大时，不同工艺没有显著的产率下降。需要指出的是，实验中的灌流速率没有在对数生长期，以细胞特异性为基础，进行良好的优化。相反，在整个培养周期中，将灌流速率固定为1vvd。在不同的培养阶段，对细胞特异性灌流速率进行精细调节，应可进一步降低培养基用量和成本。/pp　　当只使用基础培养基时，生产每克抗体的培养基成本在批量和灌流工艺中都很高。加入适量的补料培养基，可降低每克mAb的培养基成本，且即使补料培养基相对较贵，细胞密度和qP的增加相比培养基成本的增加更加显著。/pp　　使用N-1灌流的补料分批的培养基成本比常规补料分批工艺低，N-1灌流需要3x基础培养基置换，但因接种密度的提高，继而获得的滴度的增加，抵消了培养基用量的增加。N-1灌流的补料分批和灌流的培养基成本相当，~$10/g mAb。这说明，虽然往常认为由于较高的灌流速率，灌流的培养基用量更高，继而培养基成本更高，但只需要生物反应器产率达到一定的阈值，从培养基成本上来看，还是相当有竞争力的。/pp　　CFB工艺的培养基成本与其它操作模式的趋势不同。在只使用基础培养基的条件中，成本与批量和灌流工艺相当，但CFB培养基成本会随补料培养基的使用而增加，其相对较高的培养基成本( $17/g)可能是因为需要较长的细胞生长时间，在培养中，直到第10天，细胞密度达到峰水平，才开始出现显著的产物滴度增加。降低CFB培养基成本的一种方法是优化细胞寿命，延长批次时间，但更长的罐内滞留时间，可能会影响产物质量属性，或是进一步优化培养基，如替换昂贵的成分和优化其滴度。/pp　　总生产COG/pp　　除了培养基成本的不同，使用诸如灌流和CFB之类的工艺，结合一次性设备，在小规模上进行生物制品生产，可显著降低成本投入，从而获得更加灵活的生产策略，当产品需求增加时，可以快速地进行规模扩展(scale out)，而不是规模放大(ScaleuP)。与传统不锈钢设备相关的固定成本，可以转变为“可变”的成本结构。基于此处的案例，灌流工艺的培养基成本实际上低于补料分批工艺。/pp　　进行总成本分析时，如下游均以批量模式进行，且认为不同工艺的劳动力成本相当，则本文建模分析结果显示，N-1灌流的补料分批和灌流工艺的下游CoG/g相当，分别为$63/g和$59/g，而标准补料分批和CFB工艺的下游CoG/g稍高，分别为$71/g和$81/g。对于mAb和不稳定的产品，基于灌流的连续工艺都可以提供显著的经济优势。/pp　　strongspan style="color: rgb(0, 112, 192) "总结/span/strong/pp　　在本研究中，比较了不同操作模式下，生物反应器的产率，包括补料分批、灌流和CFB工艺。对于研究的细胞系，qP高度取决于所用的培养基，不管采用哪种操作模式，这使得累积细胞密度成为决定产物滴度和生物反应器产率的主要因素。结果显示，补料分批培养生物反应器产率最低(0.39-0.49g/L/day)，而基于灌流的培养方式，由于可维持更高的细胞密度，产率相对较高，灌流为2.29g/L/day，CFB为1.19-2.04g/L/day。灌流的一个显著优势是可以达到并维持极高的细胞密度，用于产物形成。/pp　　灌流工艺一个经常观察到的缺点是培养基用量较高，因为需要进行连续的培养基置换，以维持所需的高活细胞密度。这里的研究显示，高产率灌流培养的培养基成本实际上低于补料分批工艺。CFB工艺的培养基成本最高，虽然在18天内达到了36.7g/L的极高滴度，为降低CFB工艺的培养基成本，建议可以精调培养基置换率，以在起始的生长阶段获得更好的培养基利用，或通过培养基优化，提高细胞特异性产率。/pp　　i小编出于交流目的编译此文，由于水平有限，不当之处，敬请谅解，详细内容，请参看原文。/i/ppi　　原文：S.Xu, J.Gavin, R. Jiang, et al., Bioreactor Productivity and Media Cost Comparison for Different Intensified Cell Culture Processes. Biotechnol. Prog., 2017, Vol. 00, No.00./i/ppbr//p