核酸浓度

用核酸和蛋白样品测定NMR时，一般浓度多少比较合适？

UV分光光度计是一款常用于核酸，蛋白定量以及细菌生长浓度的定量。那么在试验中UV分光光度计又是如何定量的呢?下面我们就以核酸的定量为例来讲述UV分光光度计是如何定量的。核酸的定量 核酸的定量是UV分光光度计使用频率最高的功能。可以定量溶于缓冲液的寡核苷酸，单链、双链DNA，以及RNA。核酸的最高吸收峰的吸收波长260nm。每种核酸的分子构成不一，因此其换算系数不同。定量不同类型的核酸，事先要选择对应的系数。如：1OD的吸光值分别相当于50μg/ml的dsDNA，37μg/ml的ssDNA，40μg/ml的RNA，30μg/ml的Olig。测试后的吸光值经过上述系数的换算，从而得出相应的样品浓度。测试前，选择正确的程序，输入原液和稀释液的体积，尔后测试空白液和样品液。然而，实验并非是一帆风顺。读数不稳定可能是实验者最头痛的问题。灵敏度越高的仪器，表现出的吸光值漂移越大。其实试验过程中就是这样的，常常会出现一些不确定的因素，导致试验结果的偏差，有些因素是可以避免的，然而有些因素又是不可避免的。

问题描述：核酸提取中裂解液的使用量为多少合适？解答：[align=left][font=宋体]裂解液的用量原则是确保能彻底裂解样品，同时使裂解体系中核酸的浓度适中。浓度过低，将导致沉淀效率低，影响得率；浓度过高，去除杂质的过程复杂且不彻底，导致纯度下降。另外，裂解液的用量是以样品中蛋白质的含量为基准的，而不是以核酸含量为基准，这一点务必牢记。[/font][/align]以上内容来自仪器信息网《PCR实战宝典》

1、核酸抽提原理 简单地讲，核酸抽提包含样品的裂解和纯化两大步骤。裂解是使样品中的核酸游离在裂解体系中的过程，纯化则是使核酸与裂解体系中的其它成分，如蛋白质、盐及其它杂质彻底分离的过程。 经典的裂解液几乎都含有去污剂 (如 SDS、Triton X-100、NP-40、Tween 20 等) 和盐 (如Tris、EDTA、NaCl 等)。盐的作用，除了提供一个合适的裂解环境 (如 Tris)，还包括抑制样品中的核酸酶在裂解过程中对核酸的破坏(如 EDTA)、维持核酸结构的稳定 (如 NaCl)等。去污剂则是通过使蛋白质变性，破坏膜结构及解开与核酸相连接的蛋白质，从而实现核酸游离在裂解体系中。裂解体系中还可能加入蛋白酶；利用蛋白酶将蛋白质消化成小的片段，促进核酸与蛋白质的分开，同时，也便于后面的纯化操作以及获得更纯的核酸。也有直接使用高浓度的蛋白质变性剂 (如GIT、GuHCl 等) 裂解的，该方法已经成为了 RNA 抽提的主流，却不是基因组 DNA 抽提的主流。 最常用的纯化方法，一是PC 抽提 + 醇沉淀，二是介质纯化。第一种方法是利用 PC对裂解体系进行反复抽提以去除蛋白质，实现核酸与蛋白质的分离；再用醇将核酸沉淀下来，实现核酸与盐的分离。第二种方法则是利用某些固项介质，在某些特定的条件下，选择性地吸附核酸，而不吸附蛋白质及盐的特点，实现核酸与蛋白质及盐的分离。高盐沉淀去除蛋白质是第一种纯化方法的一个变体，省略了 PC操作的麻烦。当然，也有不纯化的抽提方法，但是用途多局限于简单的 PCR。其它杂质 – 如多糖、多酚等 -的去除，基本上都是在这两种方法的基础上，通过增加一些特别的试剂，或者增加一些额外的步骤来实现的。2、了解你的实验样品 如果你研究某个实验样品，并且要抽提它的核酸，以下的信息一定要先行收集：该样品的核酸含量、酶含量、特殊杂质含量。如果你对样品的特点一无所知，当样品稍微有一点复杂时，抽提核酸的实验就会碰到许多问题。以血液为例，如果你不知道鸟的血液中有核细胞的含量是人血的千倍左右，而使用人血一样的起始量去抽提鸟血的基因组 DNA，怎么可能成功？失败了又怎么知道原因所在？同时，只有对实验样品有所了解，才能正确选择裂解方法。 绝大部分情况下，使用新鲜样品可以获得最好的结果。对一些杂质含量高的样品，如果使用新鲜样品抽提基因组 DNA 是碰到杂质残留过大的问题，可以试一下 -20C保存一天后再抽提的对策，可能会有意想不到的效果。样品如果因为某些原因必须先行保存，也要先简化一下样品：血液最好只保存有核细胞；将样品分割后保存，避免反复冻融。如果实验室不具备合适的保存条件，将样品先裂解后再保存，是一个不错的选择。3、裂解方法的评价 含蛋白酶的裂解方法，可以认为是抽提基因组 DNA 的首选。裂解包括膜蛋白的游离和与基因组 DNA相连接的蛋白质的游离。蛋白酶的作用是使蛋白质变小，故而对蛋白质的游离有巨大的促进作用；同时，巨大的基因组 DNA是很容易“缠”住大分子的东西的，蛋白质被蛋白酶消化变小后，则不容易被基因组 DNA“缠”住，有利于蛋白质在纯化操作中的去除，使最终获得的基因组 DNA 的纯度更高。另外一个思路是，如果基因组 DNA 与蛋白质“缠”在一起，在纯化的过程中有两种可能：如果基因组 DNA 的特性占优势，则纯化时以 DNA的形式被保留下来，导致蛋白质的残留；如果蛋白质的特性占优势，则纯化时以蛋白质的形式被去除，导致 DNA 的损失。有些样品，如肌肉，即使是RNA 抽提，也强烈建议使用含蛋白酶的裂解液 (或者在操作中的某个时候使用蛋白酶消化蛋白质)，原因在于这些样品中的蛋白质，是非常难以去除的。该方法是获得最大得率和最高纯度的基础。 不使用蛋白酶的去污剂裂解方法，仍然在细胞基因组 DNA抽提方面有优势，尤其是当得率和纯度要求不是最高，而经济性及操作简单很重要时。控制好裂解液/样品的比例是该方法成功的关键。该方法结合高盐沉淀，可以实现最简单的操作，但纯度及得率的稳定性可能会比用 PC 抽提的差一些。 高浓度蛋白质变性剂 (如 GIT、GuHCl 等)的裂解方法，是抽提 RNA 的首选。总 RNA 的抽提，最重要的是快速裂解细胞膜，至于与基因组 DNA 相连接的蛋白质的裂解以及基因组与蛋白质“缠”住的问题，因为都不会对以后的纯化产生大的影响，可以不考虑。高浓度蛋白质变性剂能快速破坏细胞膜，进而迅速抑制住细胞内的 RNA酶，从而确保了 RNA 的完整性。除了极少量不适用该方法的样品 – 主要是植物，其它绝大部分样品的 RNA的抽提，都可以以高浓度的蛋白质变性剂为基础的。该方法也可用于基因组 DNA 抽提，非常快速简单，但纯度不是很高。 含 CTAB的裂解液，几乎成为富含多糖的样品，如细菌、植物的基因组 DNA 抽提的首选裂解方法。该方法成功与否与两个因素有关：一是 CTAB的质量，二是洗涤的彻底程度。CTAB 的质量对裂解效率有很大的影响，而且，似乎还说不清楚原因，因为即使是同一公司生产的纯度一样的CTAB，批号不同，效果就可能差别很大。洗涤去除 CTAB 要比其它的盐难一些，同时， CTAB的少量残留也会对酶活性有巨大影响，所以洗涤是否彻底也是该方法成功与否的关键。裂解时的温度，多使用65C；但如果发现降解严重或者得率太低，可以试一下 37C – 45C 这个相对低温的区域。 SDS碱裂解法是质粒抽提的首选裂解方法，具有快速、得率高、几乎无基因组 DNA污染的特点。控制好裂解液/菌体的比例和操作的温和是该方法成功的关键。蛋白质的沉淀效率在 4C 会更好一些，所以，加入溶液 III 后在 4C静置一段时间以及采用 4C 离心去蛋白质，都可以提高质量。该方法不一定要使用 PC 纯化，但结合 PC 纯化，可以获得纯度很高的质粒。RNA的去除可以靠在溶液 I 中加入 RNase A (100ug/ml) 或者在最后的溶解液中加入 RNase A (25 ug/ml)来实现。总的感觉是，在溶液 I 中使用 RNase A，RNA 的残留少一些。不过，经典沉淀几乎没有办法彻底去除 RNA 残留。另外，对大质粒(50 kb 以上)，该方法可能会有问题。 PCR模板的简易裂解方法，也是使用面很广的一类方法。该方法的特点是无须纯化，样品被裂解后即可直接取裂解液用于PCR，非常快速。也正因为不纯化，所以，假阴性 (即没有扩增出来的阳性)比例也比较高。该方法最简单的裂解液就是水，复杂一点的就会含有一些不会抑制后续的 PCR 反应，而且能提高裂解效率，甚至还可能部分消除样品内抑制PCR 反应杂质的东西，如 Triton X-100、甲酰胺等。再复杂一点的就会含有诸如 Chelex 100之类的能吸附部分杂质的介质。操作也非常简单，多使用温度的变化来实现样品的裂解，如煮沸、或者高温-低温的多次循环等。该方法最适合从一大堆样品中找出阳性样品，但却不适合用于判断某一个样品是阳性还是阴性。降低样品使用量可以提高阳性率，因为样品量的降低，同时意味着 PCR 的抑制物量的降低。 选择了合适的裂解液，下一步就是要控制好样品与裂解液的比例。这个问题非常重要，但却没有获得足够的重视。严肃的参考资料，都应该会提供一个简单的比例，如1ml 裂解液可以用于 T mg 组织或者 C个细胞；我的建议是，你的样品量绝对要小于资料所提供的。起始样品用多大，并没有具体的说法。如果不是样品量有限，则以能抽提出满足数次成功实验所需的核酸量，作为决定样品起始量的基础，会比较合理的。不要因为 1ml 裂解液可以抽提 100mg 样品，就一定使用 100mg样品。裂解液的用量，表面上与抽提的结果 (纯度及得率)没有关系，然而，在实际操作中，对结果是有比较大的影响的。裂解液的用量原则是：确保能彻底裂解样品，同时使裂解体系中核酸的浓度适中。浓度过低，将导致沉淀效率低，影响得率；浓度过高，去除杂质的过程复杂且不彻底，导致纯度下降。另外，裂解液的用量是以样品中蛋白质的含量为基准的，而不是以核酸含量为基准，这一点务必牢记。4、纯化方法 评价 PC 抽提/醇沉淀方法，是一个永不过时的方法。稳定、可靠、经济、方便。PC抽提可以彻底去除蛋白质，醇沉淀可以去除盐，对于一般的干净的样品 (杂质为蛋白质)，该方法完全可以获得高质量的核酸。虽然每次 PC抽提都会损失一部分核酸(因为不可能将水相全部移取)，以及低浓度核酸的醇沉淀效率低，但这些问题都可以靠操作的调整而得以解决或者减少影响。该方法的最大的问题是不适合大规模抽提。 PC抽提是去除蛋白质的一个非常有效的手段。苯酚能使蛋白质变性，变性后的蛋白质从水相中被析出，处于苯酚中或者苯酚/水相之间。PC抽提的关键是，一要混匀彻底，二要用量足够。彻底混匀，才能确保苯酚与蛋白质的充分接触，使蛋白质完全变性。许多人总是担心混匀的剧烈程度是否会对核酸，尤其是基因组 DNA 造成破坏，实际上大可不必如此小心。剧烈的混匀操作，是会部分打断大分子的基因组 DNA，但该破坏作用不会强烈到 DNA变成 10kb 以内的小片段。手剧烈晃动混匀后，基因组 DNA 的片段，大部分会大于 20kb，这个大小，除了一些特别的要求外，对 PCR和酶切，都是完全适用的。如果要求的片段非常大，如构建文库用，则不能使用剧烈的混匀方法，而只能来回温和颠倒混匀 –此时的关键是：裂解液的比例要足够大，使体系不要太粘稠。用量要足够，是因为苯酚去除蛋白质是有一定的饱和度的。超过了该饱和度，裂解体系中的蛋白质不会被一次去除，必须靠多次抽提，方可

[size=4][font=宋体]分光光度计已经成为现代分子生物实验室常规仪器。常用于核酸，蛋白定量以及细菌生长浓度的定量。[/font][font=Arial] [/font][font=Arial] [/font][font=宋体]分光光度计的简单原理[/font][font=Arial][/font][font=Arial] [/font][/size][size=4][font=宋体]分光光度计采用一个可以产生多个波长的光源，通过系列分光装置，从而产生特定波长的光源，光源透过测试的样品后，部分光源被吸收，计算样品的吸光值，从而转化成样品的浓度。样品的吸光值与样品的浓度成正比。[/font][font=宋体]核酸的定量[/font][font=Arial][/font][font=Arial] [/font][font=宋体]核酸的定量是分光光度计使用频率最高的功能。可以定量溶于缓冲液的寡核苷酸，单链、双链[/font][font=Arial]DNA[/font][font=宋体]，以及[/font][font=Arial]RNA[/font][font=宋体]。核酸的最高吸收峰的吸收波长[/font][font=Arial]260 nm[/font][font=宋体]。[/font][font=Arial] [/font][font=宋体]每种核酸的分子构成不一，因此其换算系数不同。定量不同类型的核酸，事先要选择对应的系数。如：[/font][font=Arial]1OD[/font][font=宋体]的吸光值分别相当于[/font][font=Arial]50μg/ml[/font][font=宋体]的[/font][font=Arial]dsDNA[/font][font=宋体]，[/font][font=Arial]37μg/ml[/font][font=宋体]的[/font][font=Arial]ssDNA[/font][font=宋体]，[/font][font=Arial]40μg/ml[/font][font=宋体]的[/font][font=Arial]RNA[/font][font=宋体]，[/font][font=Arial]30μg/ml[/font][font=宋体]的[/font][font=Arial]Olig[/font][font=宋体]。测试后的吸光值经过上述系数的换算，从而得出相应的样品浓度。测试前，选择正确的程序，输入原液和稀释液的体积，尔后测试空白液和样品液。然而，实验并非一帆风顺。读数不稳定可能是实验者最头痛的问题。灵敏度越高的仪器，表现出的吸光值漂移越大。[/font][font=Arial][/font][font=Arial] [/font][font=宋体]事实上，分光光度计的设计原理和工作原理，允许吸光值在一定范围内变化，即仪器有一定的准确度和精确度。如[/font][font=Arial]EppendorfBiophotometer[/font][font=宋体]的准确度[/font][font=Arial]≤1.0%[/font][font=宋体]（[/font][font=Arial]1A[/font][font=宋体]）。这样多次测试的结果在均值[/font][font=Arial]1.0%[/font][font=宋体]左右之间变动，都是正常的。另外，还需考虑核酸本身物化性质和溶解核酸的缓冲液的[/font][font=Arial]pH[/font][font=宋体]值，离子浓度等：在测试时，离子浓度太高，也会导致读数漂移，因此建议使用[/font][font=Arial]pH[/font][font=宋体]值一定、离子浓度较低的缓冲液，如[/font][font=Arial]TE[/font][font=宋体]，可大大稳定读数。样品的稀释浓度同样是不可忽视的因素：由于样品中不可避免存在一些细小的颗粒，尤其是核酸样品。这些小颗粒的存在干扰测试效果。为了最大程度减少颗粒对测试结果的影响，要求核酸吸光值至少大于[/font][font=Arial]0.1A[/font][font=宋体]，吸光值最好在[/font][font=Arial]0.1-1.5A[/font][font=宋体]。在此范围内，颗粒的干扰相对较小，结果稳定。[/font][font=Arial][/font][font=Arial] [/font][font=宋体]从而意味着样品的浓度不能过低，或者过高（超过光度计的测试范围）。最后是操作因素，如混合要充分，否则吸光值太低，甚至出现负值；混合液不能存在气泡，空白液无悬浮物，否则读数漂移剧烈；必须使用相同的比色杯测试空白液和样品，否则浓度差异太大；换算系数和样品浓度单位选择一致；不能采用窗口磨损的比色杯；样品的体积必须达到比色杯要求的最小体积等多个操作事项。[/font][font=Arial][/font][font=Arial] [/font][font=宋体]除了核酸浓度，分光光度计同时显示几个非常重要的比值表示样品的纯度，如[/font][font=Arial] A 260 / A 280[/font][font=宋体]的比值，用于评估样品的纯度，因为蛋白的吸收峰是[/font][font=Arial] 280 nm[/font][font=宋体]。纯净的样品，比值大于[/font][font=Arial] 1.8[/font][font=宋体]（[/font][font=Arial]DNA[/font][font=宋体]）或者[/font][font=Arial]2.0[/font][font=宋体]（[/font][font=Arial]RNA[/font][font=宋体]）。如果比值低于[/font][font=Arial] 1.8 [/font][font=宋体]或者[/font][font=Arial]2.0[/font][font=宋体]，表示存在蛋白质或者酚类物质的影响。[/font][font=Arial]A 230[/font][font=宋体]表示样品中存在一些污染物，如碳水化合物，多肽，苯酚等，较纯净的核酸[/font][font=Arial] A 260 / A 230 [/font][font=宋体]的比值大于[/font][font=Arial] 2.0[/font][font=宋体]。[/font][font=Arial]A 320[/font][font=宋体]检测溶液的混浊度和其他干扰因子。纯样品，[/font][font=Arial]A 320 [/font][font=宋体]一般是[/font][font=Arial] 0[/font][font=宋体]。[/font][font=Arial][/font][/size][size=1][font=Arial][/font][/size]

指示剂 核酸电泳常用的指示剂有溴酚兰和二甲苯青及银染色.溴酚兰在碱性液体中 呈紫兰色，在0.6%、1%、1.4%和2%琼脂糖凝胶电泳中，溴酚兰的迁移率分别与1Kb、 0.6Kb、0.2Kb和0.15Kb的双链线性DNA片段大致相同.二甲苯青的水溶液呈兰色，它在 1%和1.4%琼脂糖中电泳时，其迁移速率分别与2Kb和1.6Kb的双链线性DNA大致相似.　　指示剂一般与蔗糖、甘油或聚蔗糖400组成载样缓冲液.载样缓冲液的作用有①增加样 品密度，使其比重增加，以确保DNA均匀沉入加样孔内.②在电泳中形成肉眼可见的指 示带，可预测核酸电泳的速度和位置.③使样品呈色，使加样操作更方便.染色剂 核酸电泳后，需经染色后才能显现出带型，最常用的是溴化乙锭染色法，其 次是银染色.　　溴化乙锭(ethidium bromide，EB)是一种荧光染料，EB分子可嵌入核酸双链的碱基对 之间，在紫外线激发下，发出红色荧光.根据情况可在凝胶电泳液中加入终浓度为 0.5ug/ml的EB，有时亦可在电泳后，将凝胶浸入该浓度的溶液中染色10～15min.琼脂 糖凝胶EB染色，肉眼可见核酸电泳带，其DNA量一般5ng，当溴化乙锭太多，凝胶染 色过深，核酸电泳带看不清时，可将凝胶放入蒸馏水浸泡30min后再观察.　　银染色液中的银离子(Ag+)可与核酸形成稳定的复合物，然后用还原剂如甲醛 使Ag+还原成银颗粒，可把核酸电泳带染色黑褐色.主要用于聚丙烯酰胺凝胶电泳染色. 也用于琼脂糖凝胶染色.其灵敏度比EB高200倍.但银染色后，DNA不宜回收.来源：生命经纬

核酸纯化柱（微/小提）http://www.biocomma.cn/images/2mlxiaoti.jpg核酸纯化小提柱产品组成外管医疗级PP，2ml，耐受酸碱和大部分的有机溶剂，收集离心试剂。内管医疗级PP，耐受酸碱和大部分的有机溶剂，底部鲁尔接口设计，方便试剂流出。筛板特殊纤维材料，在高速离心过程中，支撑硅胶膜，保证硅胶膜的完整性，耐受酸碱和大部分的有机溶剂，厚度仅为0.3mm，孔径50um，致孔，孔隙率只有不到百分之二十，相比市场上同类产品，比面积小，静电小，DNA吸附极大降低。硅胶膜孔径1um，高盐低pH值选择性吸附DNA、RNA，低盐高pH值释放DNA、RNA压圈医疗级PP，固定筛板与硅胶膜。核酸纯化微提柱http://www.biocomma.cn/images/2mlweiti.jpg产品组成外管医疗级PP，2ml，耐受酸碱和大部分的有机溶剂，用来收集离心液。内管医疗级PP，耐受酸碱和大部分的有机溶剂，底部鲁尔接口设计，方便离心液收集。装配位(这里指装配硅胶膜、筛板和压圈处)1直径为7.4mm，与市场上核酸小量提取同等规格。装配位2，直径为5.4mm，此处为微量核酸提取装配位，面积为小量提取装配位的一半。筛板特殊纤维材料，在高速离心过程中，支撑硅胶膜，保证硅胶膜的完整性，耐受酸碱和大部分的有机溶剂，厚度仅为0.3-0.5mm，孔径50um，孔隙率只有不到百分之二十，相比市场上同类产品，比面积小，静电小，DNA吸附极低。硅胶膜孔径1um，高盐低pH值选择性吸附DNA、RNA，低盐高pH值释放DNA、RNA压圈医疗级PP，固定筛板与硅胶膜。CommaPrep™核酸微提/小提柱可用在核酸提取过程（见图1）中过柱结合、洗涤、洗脱步骤中http://www.biocomma.cn/images/nucleic-2.jpg 图1 核酸提取过程核酸吸附量：核酸纯化小提柱：0-20ug核酸纯化微提柱：0-10ug规格：2ml离心管+吸附柱 适用范围：核酸提取原理是在特定溶液环境下（高盐、低pH)使核酸吸附在固相介质（硅胶膜）上，洗涤去除杂质后，再改 变溶液环境使DN A溶解到纯水或TE中。DNA提取：核酸提取柱用于基因组DNA抽提，不需要使用平衡液。抽提缓冲液，或者结合液中需要胍盐（如硫氰酸胍等） 辅助DNA吸附到膜上。RNA提取：裂解液建议使用含有硫氰酸胍（异硫氰酸胍）可以抑制RNA酶活性，保证RNA酶完整性；可以配合Trizol使用，样品经Trizo裂解后，氯仿分相去除蛋白等杂质，取上层过柱，然后70%乙醇洗涤，即可得到纯净的RNA。【注意事项】 1.上柱前溶液的PH值应小于7；2.洗涤液中的乙醇浓度不得低于50%，一般55%--80%之间。3.最后洗脱，可以用去离子水或者TE（10 mmol/LTris-Cl，1 mmol/L EDTA (pH8.0)）。如果长期保存DNA，建议使用TE。定购信息Cat#品名离心柱规格提取量包装DNAK1001CommaPrep™质粒小提纯化柱2ml0-20μg100套/包DNAK1004CommaPrep™琼脂糖凝胶回收纯化柱2ml0-10μg100套/包DNAK1007CommaPrep™ 核酸纯化柱（微小提）2ml0-10μg100套/包DNAK1008CommaPrep™基因组小提纯化柱2ml0-20μg100套/包DNAK1009CommaPrep™RNA小提纯化柱2ml0-20μg100套/包DNAK1002CommaPrep™质粒中提纯化柱15ml0-100μg20套/包DNAK1003CommaPrep™质粒大提纯化柱50ml0-500μg10套/包定制

问题描述：核酸提取方式主要有哪些？有何差异？解答：[align=left][font=宋体][color=black]目前主流的核酸提取方法有煮沸裂解法、苯酚氯仿抽提法、离心柱法、磁珠法，接下来介绍这几个方法的原理、优劣势及适用场景。[/color][/font][/align][align=left][font=宋体][color=black]（[/color][/font][font='Times New Roman','serif'][color=black]1[/color][/font][font=宋体][color=black]）煮沸裂解法：原理是通过加热使细胞膜破裂，充分暴露核酸，核酸可溶解于上层水溶液中，通过高速离心沉淀变性蛋白质和细胞碎片，上清液即为核酸粗提液。此方法的操作相对简单，成本低，但由于是粗提，成分比较复杂，有时可能带来一定的体系干扰或者裂解不充分的情况，一般用于细菌定性鉴定时使用。[/color][/font][/align][align=left][font=宋体][color=black]（[/color][/font][font='Times New Roman','serif'][color=black]2[/color][/font][font=宋体][color=black]）苯酚氯仿抽提法：原理是苯酚和氯仿抽提除去蛋白和多糖类杂质，获得相对较为纯净的基因组核酸。成本比较低廉。缺点是试剂毒性较大，长时间操作对人员健康有较大影响。试剂需要自行配制，批次间差异显著。提取效率相对较低，不适宜少量或者微量操作。一般用于大量核酸样本的抽提。[/color][/font][/align][align=left][font=宋体][color=black]（[/color][/font][font='Times New Roman','serif'][color=black]3[/color][/font][font=宋体][color=black]）离心柱法：原理是利用裂解液促使细胞破碎，使细胞中的核酸释放出来，利用柱子中的载体吸附提纯核酸。它的优点是比传统的酚氯法提取纯度高、毒性低，有利于[/color][/font][font='Times New Roman','serif'][color=black]RNA[/color][/font][font=宋体][color=black]保护，而且能进行微量操作，价格较低。缺点是不便于高通量、自动化操作，对实验室设备和人员的操作技能要求较高。目前应用广泛，常用于细菌、病毒、动物组织等多种样本的核酸提取[/color][/font][sup][font='Times New Roman','serif'][color=black][13][/color][/font][/sup][font=宋体][color=black]。[/color][/font][/align][align=left][font=宋体][color=black]（[/color][/font][font='Times New Roman','serif'][color=black]4[/color][/font][font=宋体][color=black]）磁珠法：与离心柱的操作原理基本相同，利用交换吸附材料吸附核酸，从而将核酸和蛋白质等细胞中其他物质分离。优点是能够实现自动化、高通量操作，配合核酸自动提取仪使用，操作简单、用时短，核酸纯度高、浓度大，可广泛用应用于血液、动物组织、食品、病原微生物等样本中的[/color][/font][font='Times New Roman','serif'][color=black]DNA[/color][/font][font=宋体][color=black]和[/color][/font][font='Times New Roman','serif'][color=black]RNA[/color][/font][font=宋体][color=black]分离，但超高通量样本同时进行时，可能存在一定的污染风险。[/color][/font][/align]以上内容来自仪器信息网《PCR实战宝典》

随着常规分子生物学研究的深入，越来越多的生物实验室日常需要测量的核酸、蛋白样品量也在不断地加大。传统的分光光度计虽然已经非常普及，但由于需要在测量后清洗比色杯，实际上消耗了不少宝贵的研究时间。同时，由于核酸样品的体积较小，即使使用昂贵的微量石英比色杯（容积数十ul左右），也往往需要对原始样品进行稀释，从而带来可能的操作偏差。对于一些稀有的样品来说，稀释即意味着测量后无法回收，同样也会对后续研究带来更高成本。因此，无需比色杯，仅需数ul即可测定样品浓度的超微量分光光度计现在受到很多实验室的关注和欢迎。NanoVue是GE Healthcare公司于2008年最新推出超微量分光光度计。GE Healthcare公司的分光光度计品牌Ultrospec和GeneQuant在市场上已经有了十多年的历史，在用户中有着很好的信誉和口碑。NanoVue在该系列仪器的基础上延续了出众的检测性能，同时大大改进了检测的光路设计，通过专利的检测技术使检测样品的体积最小仅需0.5ul， 190-1100nm的宽范围连续波长设计较市场上同类仪器宽了一倍左右，使得能够轻松检测核酸、蛋白样品和Cydye荧光染料标记物的浓度。仪器内置了RNA、DNA 和寡核苷酸浓度和纯度测定方法；寡核苷酸转换因子，分子量，理论Tm计算功能；包括一般紫外、Bradford、 Biuret、BCA、Lowry的蛋白定量法；以及波长扫描，动力学，标准曲线，多波长测定等扩展功能。除了强大的检测性能外，NanoVue还在许多操作性能上进行了精心的设计，能够给用户带来众多全新的体验，主要包括以下方面：1 唯一不需电脑就能在仪器面板上直接检测的超微量分光光度计。仪器配置了一块大面积高分辨率的背光液晶屏和操作面板。相对于点样后转去电脑控制，再回去仪器清洁的过程，NanoVue不仅节省了购买电脑的支出，同时点样，按键测量，擦拭一气呵成。可以通过整合的打印机直接打印分析数据。当然，如果需要在电脑上保存分析数据，NanoVue同样支持USB或蓝牙连接电脑，将珍贵的实验数据永久记录下来。2 通过特别设计的疏水点样表面，能够很容易回收稀有的样品，并且有效避免多个测量间的样品交叉污染，提高测量的准确性。NanoVue的点样表面具有专利设计，表面坚固而且光滑。不管是样品回收还是测量完直接擦去都非常简易，不会有任何样品粘附残留在点样面上。而且点样面耐用性也非常出众，保守估计可以至少测量20000个样品以上。3 最快的检测速度。NanoVue通过独特的光路设计，使得所有样品的检测都能够在5秒钟之内完成，把微量分光光度计的测量时间提升到了一个新的高度。而且NanoVue具备即开即用功能，避免了许多分光光度计开机需要预热的麻烦，真正做到省时省力。由此可见，NanoVue不仅性能出众，其易用性和灵活性也是目前超微量分光光度计中出类拔萃的。通过试用NanoVue的体验，使用者可以完全感受到，原来，核酸蛋白的测定可以这么简单，这么快速！目前，NanoVue已经正式在中国推出，欲了解更多的信息，请直接联系GE公司。

核酸提取(核酸的分离与纯化)主要是指将核酸与蛋白质、多糖、脂肪等生物大分子物质分开,但在分离核酸时,应保证核酸分子一级结构的完整性,并排除其他分子污染。核酸提取方法一般包括细胞裂解、酶处理、核酸与其他生物大分子物质分离、核酸纯化等几个主要步骤,而每一步骤又可由多种不同的方法单独或联合实现。操作过程中首先通过物理、化学或酶解作用裂解细胞,使核酸释放出来,并去除与核酸结合的蛋白质以及多糖、脂肪类等生物大分子的过程。在此基础上,沉淀核酸、去除盐类和有机试剂等杂质,从而得到纯化的核酸。核酸提取仪是应用配套的核酸提取试剂来自动完成样本核酸的提取工作的仪器。在传统的手工核酸提取过程中通常采用离心澄清的方法，操作时费时费力。近年来,出现了磁珠分离技术，利用磁珠在一定条件下对核酸具有很强亲和力的特点，吸附核酸。当条件改变时，磁珠又可以与其吸附的核酸分离,从而得到纯化的核酸。这种方法简便、高效、易于操作，是目前核酸提取仪采用的主要方法。具体来说，磁珠法提取核酸是通过细胞裂解液裂解细胞，从细胞中游离出来的核酸分子被特异的吸附到磁性颗粒表面，而蛋白质等杂质不被吸附而留在溶液中。反应一定时间之后，再在磁场作用下，使磁性颗粒与液体分开，回收颗粒（即磁珠-DNA 混合物），再用洗脱液洗脱即可以得到纯净的DNA。磁珠法不需要离心、不需要加入多种试剂，操作简单，符合核酸自动化提取要求，是未来核酸纯化方法发展的一个重要方向。

主体内容（操作步骤）：开机：打开计数器后面的开关，显示Instrument Initialising 启动需数秒Instrument Ready选择“Set up”键，这部可在快速吸光度读数时省略设对照“Set reference”将石英杯插入孔中，按箭头指示方向使光线方向在前到后轴线上。测样品：Instrument up 设置如果键入错误数字，set按“C”重新开始set up and enter按set up选择并输入与你样品相关的参数，要退出“set up”按任一计数键，要重新开始，按“set up”石英杯杯内径（mm）按“select”从0.5、1、5、10中选择^Prrneter(打印)按“select”选择ON或OFF 按｀Enter＇^Sample number(样品数)键入需要数目按 “enter”样品数，每次测量样品时都会自动累加。^Date（日期）键入日期，按“enter”（每日调节）^Moth（月）选择正确月，按“enter”^year (年)键入年，按“enter”backarouad compersation 320nm（背景补偿）320nm按“select”选择Yes or No^Dilute(稀释)键入稀释度，计算浓度，范围1.00-9999.9Factor（因子）按“select”选RNA dsDNA ssDNA对合成寡核苷酸选择ssDNABases碱基，键入A C G T V数通过核酸碱基对组成，计算分子量，以每毫升分子数显示结果按“enter”循环碱基，范围0-1000Oligo length （寡核苷酸长度）以碱基单位键入样本寡核苷酸长度以pmol/ul显示结果，按“enter”范围0-100Molecular weightMW（分子量）按“select”在计算值从A 、C 、G 、T、 V或使用者输入分子量值间选者，按“enter”Ratio 键入A260/A280吸光度比值（你希望样本达到的）按“enter”Concentration（浓度）键入希望浓度（pmol/ul）按“enter”Protein（蛋白）键入系数^Molarity（名称克分子浓度）键入盐浓度测对照:按 Set ref，听到“嘟”一声后将含对照石英杯插入样品槽中，听到“嘟”一声后，取出参照，屏幕上显示吸光度测样品步骤同对照，按“Sample”后同对照。

近日打了一个关于核酸抽提的基础现状的草稿；没有去找参考书润色，所以会有点凌乱。首先声明的是：这篇东西只为有一定核酸抽提基础知识的人准备，同时也将会及时修改 (我突然发现了 edit 的功能)。那些分子生物学的过客，最好不要看本文；一是我的思维有点跳跃，二则是没有必要糟蹋自己的时间。写这篇东西的另外一个原因是，我一直在思考如何简化经典的无介质的核酸抽提程序。最经典的是裂解一步，去蛋白质一步，核酸沉淀一步； DNAzol 将这三步并成了一步，按道理已经简化到了极致。事实是，DNAzol 并没有被大家认可，其原因大概还是质量不太可靠吧。现在也有使用 Proteinase K 消化后直接沉淀核酸的方法，三步简化成了两步，可我总觉得醇的沉淀不可能彻底去除 Proteinase K。明年大概还没有生物学的诺贝尔奖会花落中国的，那么先求得一个核酸抽提最简单的非介质方法世界领先如何？一笑！也一定。================================================1：核酸抽提原理简单地讲，核酸抽提包含样品的裂解和纯化两大步骤。裂解是使样品中的核酸游离在裂解体系中的过程，纯化则是使核酸与裂解体系中的其它成分，如蛋白质、盐及其它杂质彻底分离的过程。经典的裂解液几乎都含有去污剂 (如 SDS、Triton X-100、NP-40、Tween 20 等) 和盐 (如 Tris、EDTA、NaCl 等)。盐的作用，除了提供一个合适的裂解环境 (如 Tris)，还包括抑制样品中的核酸酶在裂解过程中对核酸的破坏 (如 EDTA)、维持核酸结构的稳定 (如 NaCl) 等。去污剂则是通过使蛋白质变性，破坏膜结构及解开与核酸相连接的蛋白质，从而实现核酸游离在裂解体系中。裂解体系中还可能加入蛋白酶；利用蛋白酶将蛋白质消化成小的片段，促进核酸与蛋白质的分开，同时，也便于后面的纯化操作以及获得更纯的核酸。也有直接使用高浓度的蛋白质变性剂 (如 GIT、GuHCl 等) 裂解的，该方法已经成为了 RNA 抽提的主流，却不是基因组 DNA 抽提的主流。最常用的纯化方法，一是 PC 抽提 + 醇沉淀，二是介质纯化。第一种方法是利用 PC 对裂解体系进行反复抽提以去除蛋白质，实现核酸与蛋白质的分离；再用醇将核酸沉淀下来，实现核酸与盐的分离。第二种方法则是利用某些固项介质，在某些特定的条件下，选择性地吸附核酸，而不吸附蛋白质及盐的特点，实现核酸与蛋白质及盐的分离。高盐沉淀去除蛋白质是第一种纯化方法的一个变体，省略了 PC 操作的麻烦。当然，也有不纯化的抽提方法，但是用途多局限于简单的 PCR。其它杂质 – 如多糖、多酚等 - 的去除，基本上都是在这两种方法的基础上，通过增加一些特别的试剂，或者增加一些额外的步骤来实现的。 2：了解你的实验样品如果你研究某个实验样品，并且要抽提它的核酸，以下的信息一定要先行收集：该样品的核酸含量、酶含量、特殊杂质含量。如果你对样品的特点一无所知，当样品稍微有一点复杂时，抽提核酸的实验就会碰到许多问题。以血液为例，如果你不知道鸟的血液中有核细胞的含量是人血的千倍左右，而使用人血一样的起始量去抽提鸟血的基因组 DNA，怎么可能成功？失败了又怎么知道原因所在？同时，只有对实验样品有所了解，才能正确选择裂解方法。绝大部分情况下，使用新鲜样品可以获得最好的结果。对一些杂质含量高的样品，如果使用新鲜样品抽提基因组 DNA 是碰到杂质残留过大的问题，可以试一下 -20C 保存一天后再抽提的对策，可能会有意想不到的效果。样品如果因为某些原因必须先行保存，也要先简化一下样品：血液最好只保存有核细胞；将样品分割后保存，避免反复冻融。如果实验室不具备合适的保存条件，将样品先裂解后再保存，是一个不错的选择。3：裂解方法的评价含蛋白酶的裂解方法，可以认为是抽提基因组 DNA 的首选。裂解包括膜蛋白的游离和与基因组 DNA 相连接的蛋白质的游离。蛋白酶的作用是使蛋白质变小，故而对蛋白质的游离有巨大的促进作用；同时，巨大的基因组 DNA 是很容易“缠”住大分子的东西的，蛋白质被蛋白酶消化变小后，则不容易被基因组 DNA “缠”住，有利于蛋白质在纯化操作中的去除，使最终获得的基因组 DNA 的纯度更高。另外一个思路是，如果基因组 DNA 与蛋白质 “缠”在一起，在纯化的过程中有两种可能：如果基因组 DNA 的特性占优势，则纯化时以 DNA 的形式被保留下来，导致蛋白质的残留；如果蛋白质的特性占优势，则纯化时以蛋白质的形式被去除，导致 DNA 的损失。有些样品，如肌肉，即使是 RNA 抽提，也强烈建议使用含蛋白酶的裂解液 (或者在操作中的某个时候使用蛋白酶消化蛋白质) ，原因在于这些样品中的蛋白质，是非常难以去除的。该方法是获得最大得率和最高纯度的基础。不使用蛋白酶的去污剂裂解方法，仍然在细胞基因组 DNA 抽提方面有优势，尤其是当得率和纯度要求不是最高，而经济性及操作简单很重要时。控制好裂解液/样品的比例是该方法成功的关键。该方法结合高盐沉淀，可以实现最简单的操作，但纯度及得率的稳定性可能会比用 PC 抽提的差一些。高浓度蛋白质变性剂 (如 GIT、GuHCl 等) 的裂解方法，是抽提 RNA 的首选。总 RNA 的抽提，最重要的是快速裂解细胞膜，至于与基因组 DNA 相连接的蛋白质的裂解以及基因组与蛋白质 “缠”住的问题，因为都不会对以后的纯化产生大的影响，可以不考虑。高浓度蛋白质变性剂能快速破坏细胞膜，进而迅速抑制住细胞内的 RNA 酶，从而确保了 RNA 的完整性。除了极少量不适用该方法的样品 – 主要是植物，其它绝大部分样品的 RNA 的抽提，都可以以高浓度的蛋白质变性剂为基础的。该方法也可用于基因组 DNA 抽提，非常快速简单，但纯度不是很高。含 CTAB 的裂解液，几乎成为富含多糖的样品，如细菌、植物的基因组 DNA 抽提的首选裂解方法。该方法成功与否与两个因素有关：一是 CTAB 的质量，二是洗涤的彻底程度。CTAB 的质量对裂解效率有很大的影响，而且，似乎还说不清楚原因，因为即使是同一公司生产的纯度一样的 CTAB，批号不同，效果就可能差别很大。洗涤去除 CTAB 要比其它的盐难一些，同时， CTAB 的少量残留也会对酶活性有巨大影响，所以洗涤是否彻底也是该方法成功与否的关键。裂解时的温度，多使用 65C；但如果发现降解严重或者得率太低，可以试一下 37C – 45C 这个相对低温的区域。SDS 碱裂解法是质粒抽提的首选裂解方法，具有快速、得率高、几乎无基因组 DNA 污染的特点。控制好裂解液/菌体的比例和操作的温和是该方法成功的关键。蛋白质的沉淀效率在 4C 会更好一些，所以，加入溶液 III 后在 4C 静置一段时间以及采用 4C 离心去蛋白质，都可以提高质量。该方法不一定要使用 PC 纯化，但结合 PC 纯化，可以获得纯度很高的质粒。RNA 的去除可以靠在溶液 I 中加入 RNase A (100ug/ml) 或者在最后的溶解液中加入 RNase A (25 ug/ml) 来实现。总的感觉是，在溶液 I 中使用 RNase A，RNA 的残留少一些。不过，经典沉淀几乎没有办法彻底去除 RNA 残留。另外，对大质粒 (50 kb 以上)，该方法可能会有问题。PCR 模板的简易裂解方法，也是使用面很广的一类方法。该方法的特点是无须纯化，样品被裂解后即可直接取裂解液用于 PCR，非常快速。也正因为不纯化，所以，假阴性 (即没有扩增出来的阳性) 比例也比较高。该方法最简单的裂解液就是水，复杂一点的就会含有一些不会抑制后续的 PCR 反应，而且能提高裂解效率，甚至还可能部分消除样品内抑制 PCR 反应杂质的东西，如 Triton X-100、甲酰胺等。再复杂一点的就会含有诸如 Chelex 100 之类的能吸附部分杂质的介质。操作也非常简单，多使用温度的变化来实现样品的裂解，如煮沸、或者高温-低温的多次循环等。该方法最适合从一大堆样品中找出阳性样品，但却不适合用于判断某一个样品是阳性还是阴性。降低样品使用量可以提高阳性率，因为样品量的降低，同时意味着 PCR 的抑制物量的降低。选择了合适的裂解液，下一步就是要控制好样品与裂解液的比例。这个问题非常重要，但却没有获得足够的重视。严肃的参考资料，都应该会提供一个简单的比例，如 1ml 裂解液可以用于 T mg 组织或者 C 个细胞；我的建议是，你的样品量绝对要小于资料所提供的。起始样品用多大，并没有具体的说法。如果不是样品量有限，则以能抽提出满足数次成功实验所需的核酸量，作为决定样品起始量的基础，会比较合理的。不要因为 1ml 裂解液可以抽提 100mg 样品，就一定使用 100mg 样品。裂解液的用量，表面上与抽提的结果 (纯度及得率) 没有关系，然而，在实际操作中，对结果是有比较大的影响的。裂解液的用量原则是：确保能彻底裂解样品，同时使裂解体系中核酸的浓度适中。浓度过低，将导致沉淀效率低，影响得率；浓度过高，去除杂质的过程复杂且不彻底，导致纯度下降。另外，裂解液的用量是以样品中蛋白质的含量为基准的，而不是以核酸含量为基准，这一点务必牢记。

问题描述：核酸纯化用什么方法好？解答：[align=left][font='Times New Roman','serif']PC(P[/font][font=宋体]是酚的缩写，[/font][font='Times New Roman','serif']C[/font][font=宋体]是氯仿的缩写[/font][font='Times New Roman','serif'])[/font][font=宋体]抽提[/font][font='Times New Roman','serif']/[/font][font=宋体]醇沉淀方法，是一个永不过时的方法。稳定、可靠、经济、方便。[/font][font='Times New Roman','serif']PC[/font][font=宋体]抽提可以彻底去除蛋白质，醇沉淀可以去除盐，对于一般的干净的样品[/font][font='Times New Roman','serif'] ([/font][font=宋体]杂质为蛋白质[/font][font='Times New Roman','serif'])[/font][font=宋体]，该方法完全可以获得高质量的核酸。虽然每次[/font][font='Times New Roman','serif'] PC [/font][font=宋体]抽提都会损失一部分核酸[/font][font='Times New Roman','serif'] ([/font][font=宋体]因为不可能将水相全部移取[/font][font='Times New Roman','serif'])[/font][font=宋体]，以及低浓度核酸的醇沉淀效率低，但这些问题都可以靠操作的调整而得以解决或者减少影响。该方法的最大的问题是不适合大规模抽提。[/font][font='Times New Roman','serif']PC[/font][font=宋体]抽提是去除蛋白质的一个非常有效的手段。苯酚能使蛋白质变性，变性后的蛋白质从水相中被析出，处于苯酚中或者苯酚[/font][font='Times New Roman','serif']/[/font][font=宋体]水相之间。[/font][font='Times New Roman','serif']PC [/font][font=宋体]抽提的关键是，一要混匀彻底，二要用量足够。彻底混匀，才能确保苯酚与蛋白质的充分接触，使蛋白质完全变性。许多人总是担心混匀的剧烈程度是否会对核酸，尤其是基因组[/font][font='Times New Roman','serif'] DNA [/font][font=宋体]造成破坏，实际上大可不必如此小心。剧烈的混匀操作，是会部分打断大分子的基因组[/font][font='Times New Roman','serif'] DNA[/font][font=宋体]，但该破坏作用不会强烈到[/font][font='Times New Roman','serif'] DNA [/font][font=宋体]变成[/font][font='Times New Roman','serif'] 10kb [/font][font=宋体]以内的小片段。手剧烈晃动混匀后，基因组[/font][font='Times New Roman','serif'] DNA [/font][font=宋体]的片段，大部分会大于[/font][font='Times New Roman','serif'] 20kb[/font][font=宋体]，这个大小，除了一些特别的要求外，对[/font][font='Times New Roman','serif'] [url=https://insevent.instrument.com.cn/t/jp][color=#3333ff]PCR[/color][/url] [/font][font=宋体]和酶切，都是完全适用的。[/font][/align]以上内容来自仪器信息网《PCR实战宝典》

以下转自http://gi.cmt.com.cn/detail/253665.html基于核酸适配子毛细管电泳分析技术的肝癌诊断新方法 目的 在前期工作中我们筛选出一批针对肝癌血清特异的核酸适配子。毛细管电泳是一种微量分析技术。本研究旨在建立一种基于毛细管电泳技术的核酸适配子与血清结合程度的分析方法，为适配子在肝癌诊断中的应用提供一种简便有效的新方法。　　方法 人工合成5’端FAM标记的核酸适配子；将等差梯度浓度的适配子溶液进行毛细管电泳，以确定适配子的合适用量；将合适用量的适配子与等差梯度体积的肝癌混合血清孵育后进行毛细管电泳，以确定血清标本的合适用量；以适配子的合适用量为中心，将梯度浓度的适配子分别与合适用量的肝癌混合血清和正常混合血清孵育及检测，确定最佳的适配子用量；重复性试验分析毛细管电泳检测适配子与血清结合程度的精确性；以最佳的适配子用量与血清用量为条件进行临床标本检测，评价其对肝癌的诊断价值。　　结果 本研究以适配子AP-HCS-9-90为模型，确定的最佳适配子用量为0.9pmol，合适的血清标本用量为1ml，毛细管电泳检测适配子与血清结合程度的重复性良好。以上述优化条件检测了41例肝癌血清标本和34例正常血清标本。适配子与血清孵育后毛细管电泳可显示A、B、C三个峰。肝癌血清标本的A、B、C峰面积分别为77949±158035、1328940±1882435、49909±9481，正常血清标本的A、B、C峰面积分别为15273±21043、377308±680039、50178±6868，两组间以B峰面积差异具有极显著性意义（t=3.009， P=0.004），A峰面差异有显著性意义（t=2.513， P=0.016），C峰面积差异无统计学意义（t=0.138， P=0.891）。B峰的受试者工作特征（ROC）曲线下面积（AUC）为0.869，诊断肝癌的敏感度为82.9%，特异度为79.4%，准确度分别为81.3%。多因素Logistic回归分析建立诊断模型，诊断价值可进一步提高，AUC为0.885，诊断肝癌的敏感度为90.2%，特异度为82.4%，准确度为86.7%。　　结论 成功创建起基于毛细管电泳技术的核酸适配子与血清结合程度的检测方法，并在基于核酸适配子的肝癌诊断中具有良好的价值。

问题描述：不同核酸应如何溶解与保存？解答：[align=left][font=宋体]纯化后的核酸，其中[/font][font='Times New Roman','serif'] RNA [/font][font=宋体]以水溶解为主，[/font][font='Times New Roman','serif']DNA [/font][font=宋体]则多以弱碱性的[/font][font='Times New Roman','serif'] Tris [/font][font=宋体]或者[/font][font='Times New Roman','serif'] TE [/font][font=宋体]溶解。经典的[/font][font='Times New Roman','serif'] DNA [/font][font=宋体]溶解方法多提倡使用[/font][font='Times New Roman','serif'] TE [/font][font=宋体]溶解，其中原因是有人认为[/font][font='Times New Roman','serif'] EDTA [/font][font=宋体]可以减少[/font][font='Times New Roman','serif'] DNA [/font][font=宋体]被可能残留下来的[/font][font='Times New Roman','serif']DNase [/font][font=宋体]降解的风险；如果操作过程控制得当，[/font][font='Times New Roman','serif']DNase [/font][font=宋体]的残留几乎是可以忽略的，可以直接使用[/font][font='Times New Roman','serif'] Tris [/font][font=宋体]或者水[/font][font='Times New Roman','serif'] (pH [/font][font=宋体]接近[/font][font='Times New Roman','serif'] 7) [/font][font=宋体]溶解[/font][font='Times New Roman','serif'] DNA[/font][font=宋体]。[/font][/align][align=left][font=宋体]基本上，核酸在保存中的稳定性，与温度成反比，与浓度成正比。一般我们选择[/font][font='Times New Roman','serif']-20℃[/font][font=宋体]或[/font][font='Times New Roman','serif']-70℃[/font][font=宋体]保存。如果温度不合适，保存中核酸会发生降解或者消失。首要原因是酶残留导致的酶解，第二个原因则是保存核酸溶液的[/font][font='Times New Roman','serif'] pH [/font][font=宋体]值不合适导致的水解[/font][font='Times New Roman','serif'](RNA [/font][font=宋体]在弱酸性更稳定，而[/font][font='Times New Roman','serif'] DNA [/font][font=宋体]在弱碱性更合适。[/font][font='Times New Roman','serif'])[/font][/align]以上内容来自仪器信息网《PCR实战宝典》

上级安排ld要求全民核酸必须核酸

[font=宋体][font=宋体]全能核酸酶（[/font][font=Calibri]SuperNuclease[/font][font=宋体]）是一种来自于粘质沙雷氏菌（[/font][font=Calibri]Serratia marcescens[/font][font=宋体]），经基因工程改造的核酸内切酶。可降解双链、单链、线状、环状的[/font][font=Calibri]DNA[/font][font=宋体]和[/font][font=Calibri]RNA[/font][font=宋体]，完全将核酸降解成[/font][font=Calibri]3~5[/font][font=宋体]个碱基长度的[/font][font=Calibri]5'-[/font][font=宋体]单磷酸寡核苷酸。义翘神州不仅可以提供研究级核酸酶，依托于[/font][font=Calibri]ISO 13485[/font][font=宋体]和[/font][font=Calibri]GMP[/font][font=宋体]体系，还可提供高效、高质量、应用广的[/font][font=Calibri]GMP[/font][font=宋体]级别全能核酸酶。同时我们提供核酸酶残留检测试剂盒，在解决生物制品核酸污染的同时，有效降低酶本身的残留风险。下面通过问答形式向大家详解全能核酸酶：[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 如何处理粘附细胞？[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： 用[/font][font=Calibri]PBS[/font][font=宋体]洗涤后，向[/font][font=Calibri]100μL RIPA[/font][font=宋体]裂解物（或其他哺乳动物细胞裂解物）中加入[/font][font=Calibri]1-5μL[/font][font=宋体]全能核酸酶，在室温下孵育[/font][font=Calibri]30min[/font][font=宋体]，收集裂解物，离心上清液进行下游实验。[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 如何处理悬浮细胞？[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： 离心收集悬浮细胞后，将[/font][font=Calibri]100μL RIPA[/font][font=宋体]裂解物（或其他哺乳动物细胞裂解物）加入含有[/font][font=Calibri]1-5μL[/font][font=宋体]全能核酸酶的离心管中，在室温下孵育[/font][font=Calibri]30min[/font][font=宋体]，收集裂解物，离心上清液进行下游实验。[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 如何处组织样本呢？[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： 研磨[/font][font=Calibri]30[/font][font=宋体]～[/font][font=Calibri]100mg[/font][font=宋体]动植物组织后，加入[/font][font=Calibri]100[/font][font=宋体]～[/font][font=Calibri]200μL[/font][font=宋体]裂解液和[/font][font=Calibri]1[/font][font=宋体]～[/font][font=Calibri]5μL[/font][font=宋体]全能核酸酶，室温孵育[/font][font=Calibri]30min[/font][font=宋体]，收集裂解液并离心上清液进行下游实验。[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 大肠杆菌或其他细菌呢？[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： 离心收集细菌后，裂解液或研磨破碎后，每[/font][font=Calibri]100μL[/font][font=宋体]加入[/font][font=Calibri]1~5μL[/font][font=宋体]全能核酸酶，室温孵育[/font][font=Calibri]30min[/font][font=宋体]，收集裂解液，离心上清液进行下游实验。[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 如何稀释[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： 正常推荐稀释比（终浓度）为[/font][font=Calibri]1:1000[/font][font=宋体]～[/font][font=Calibri]1:20000[/font][font=宋体]，其中时间、温度和稀释比是影响反应的积极因素。[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 是否用[/font][font=Calibri]PBS[/font][font=宋体]稀释[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： 是[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 你能减少剂量吗[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： 如果你想减少剂量，可以适当提高反应温度或延长反应时间[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 反应辅因子[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： 必须向反应溶液中加入[/font][font=Calibri]2-5mM Mg2+[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 反应缓冲液[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： 常用的生物缓冲液，如[/font][font=Calibri]TBS[/font][font=宋体]、[/font][font=Calibri]MOPS[/font][font=宋体]（[/font][font=Calibri]pH6-8[/font][font=宋体]）等[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 稀释后每次使用多少？如何测试梯度？一开始多少钱？[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： 根据不同的实验要求，添加量可以在[/font][font=Calibri]1/100[/font][font=宋体]和[/font][font=Calibri]1/10000[/font][font=宋体]之间。真核细胞所需的量高于原核细胞，因为真核细胞的核酸含量高，并且可以按照[/font][font=Calibri]1/1000[/font][font=宋体]的比例添加真核细胞初始添加量，可以按照[/font][font=Calibri]1/10000[/font][font=宋体]的比例添加原核细胞。由于全能核酸酶活性在室温下较高，因此在[/font][font=Calibri]4[/font][font=宋体]℃下消化的[/font][font=Calibri]DNA[/font][font=宋体]添加比例高于室温下。普通的[/font][font=Calibri]CoIP[/font][font=宋体]实验、蛋白质表达实验可以适当地略微增加，并且可以按照[/font][font=Calibri]1/100[/font][font=宋体]的比例添加对[/font][font=Calibri]DNA[/font][font=宋体]残基要求高的实验。[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 如何灭活全能核酸酶？如何移除？[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： [/font][font=Calibri]EDTA[/font][font=宋体]螯合金属离子的使用可以可逆地抑制全能核酸酶的活性，极端条件下可以引起不可逆的失活，如[/font][font=Calibri]100mM NaOH[/font][font=宋体]和[/font][font=Calibri]70[/font][font=宋体]℃处理[/font][font=Calibri]30min[/font][font=宋体]。可以通过阴离子交换柱或[url=https://insevent.instrument.com.cn/t/Mp][color=#3333ff]气相色谱[/color][/url]法从目标产物中分离全能核酸酶。由于这种核酸内切酶的高稳定性，建议不要在最终产物需要排除核酸酶的应用中使用全能核酸内切酶。[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 储存条件[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： 储存温度为[/font][font=Calibri]-20[/font][font=宋体]℃。储存缓冲液：[/font][font=Calibri]20mM Tris-HCl pH 8.0[/font][font=宋体]，[/font][font=Calibri]50mM NaCl[/font][font=宋体]，[/font][font=Calibri]2mM MgCl2[/font][font=宋体]，[/font][font=Calibri]50%[/font][font=宋体]甘油。[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=Calibri]Q[/font][font=宋体]： 全能核酸酶应用[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]A[/font][font=宋体]： [/font][/font][font=宋体][font=Calibri]1[/font][font=宋体]、蛋白质提取过程中核酸污染的去除：当重组蛋白质纯化或哺乳动物细胞裂解物下游需要低粘度时，全能核酸酶可用于降低样品粘度，以便于操作；[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]2[/font][font=宋体]、有效减少储存的外周血单个细胞（[/font][font=Calibri]PBMC[/font][font=宋体]）的聚集；[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]3[/font][font=宋体]、有利于不溶性蛋白在复性前的高质量包合体系制备；[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]4[/font][font=宋体]、有效去除带负电荷核酸对双向[/font][font=Calibri]SDS-PAGE[/font][font=宋体]蛋白样品的影响；[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]5[/font][font=宋体]、在宽范围的条件下（[/font][font=Calibri]6M[/font][font=宋体]尿素、[/font][font=Calibri]0.1M[/font][font=宋体]盐酸胍、[/font][font=Calibri]0.4%Triton X100[/font][font=宋体]、[/font][font=Calibri]0.1%SDS[/font][font=宋体]、[/font][font=Calibri]1mM EDTA[/font][font=宋体]、[/font][font=Calibri]1mM PMSF[/font][font=宋体]），降解所有形式的（双链、单链、线性、环状）[/font][font=Calibri]DNA[/font][font=宋体]和[/font][font=Calibri]RNA[/font][font=宋体]；[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]6[/font][font=宋体]、根据美国食品药品监督管理局的核酸污染去除程序，去除蛋白质产品中的污染；[/font][/font][font=宋体][font=Calibri]7[/font][font=宋体]、本品可与多种细胞细菌裂解液配合使用，去除粗提液中的核酸，降低溶液粘度，提高蛋白质产量。[/font][/font][font=宋体] [/font][font=宋体][font=宋体]义翘神州提供不同级别全能核酸酶，[/font][font=Calibri]GMP[/font][font=宋体]级条件下生产的[url=https://cn.sinobiological.com/category/supernuclease-kit][b]全能核酸酶[/b][/url][/font][font=Calibri][url=https://cn.sinobiological.com/category/supernuclease-kit][b]SuperNuclease[/b][/url][/font][font=宋体]，无动物源性，可高效降解单链、双链、线性、环状、超螺旋等任何形式的[/font][font=Calibri]DNA[/font][font=宋体]及[/font][font=Calibri]RNA[/font][font=宋体]。超高活性，应用场景广泛且使用量低不易残留，质量、性能、供货能力可靠，并已完成在[/font][font=Calibri]FDA[/font][font=宋体]的药物主文件申报备案（[/font][font=Calibri]DMF Number#:35978[/font][font=宋体]），满足药物申报的规范。[/font][/font][font=宋体][font=宋体]更多详情可以关注：[/font][font=Calibri]https://cn.sinobiological.com/category/supernuclease-kit[/font][/font][font=Calibri] [/font]

这次疫情严重，我们几乎是24小时做一次核酸，检测压力一定非常大，作为分析人深知核酸检测以为什么，如果有需要自己也想加入到检测人员中，做好筛查工作，愿疫情早日结束。

高质量核酸

以后核酸常态化，到哪里都要48小时核酸，时间还是从采样开始，大家对此怎么看？

想做核酸检测，但因为是新手，所以N多问题都不是很懂，还望各位大神不吝赐教！1、用质谱对核酸进行定性分析，这样的方法可行吗？2、如果可行，那是不是就是将我做出的质谱图拿来与质谱数据库中的该核酸标准质谱图进行对比，以确定我所得出的就是我想检测的核酸呢？这个不知道思路是不是这样的，如果不是，还望帮我指条明路http://assets.dxycdn.com/gitrepo/bbs/emotions/default/078.gif 如果是这样思路的话，那标准质谱图/质谱数据库我该去哪儿找呢？

核酸提取仪有两种分类分类方式，一种是按用途进行分类，另一种是按照应用试剂的不同进行分类。（1）按照用途分类：一类是自动液体工作站，自动液体工作站是功能非常强大的设备，液体分液、吸液等自动完成，甚至可以整合扩展、检测等仪器设备，实现标本提取、扩增、检测全自动化。提取核酸只是其功能的一个应用，不太适合常规实验室提取核酸，一般都应用在单一类标本并且一次提取标本量非常大（至少96个，一般几百个）的实验需求上。自动工作站的平台建立及平台的运作，需要比较大的资金。另一类是小型的自动化仪器，小型的自动化仪器是通过运行结构的特殊设计来达到自动提取核酸的目的，可以在任何实验室得到应用，最近几年有很多机型陆续投放市场。（2）根据应用的试剂不同分类：一类是应用磁珠法试剂的仪器，另一类是应用离心柱法试剂的仪器。应用磁珠法的自动核酸提取仪操作简便，容易自动化，是目前市场上的主流，如QAGEN、Lab-Aid 820等仪器。与传统的手工操作相比核酸提取仪的优势：核酸提取仪一般具有以下的特点：(1) 无交叉污染：仪器部件未接触到生物学样本；(2) 自动化系统：每次提取工作，操作者只需要做好安装工作，布置好孔板（提供提取所需要的试剂）.提取整个过程都不需要人为的帮助，仪器自动完成；(3)提取控制：在提取过程中，如果操作者需要，该系统允许您对提取过程进行控制。

[font=-apple-system, BlinkMacSystemFont, &][size=18px]5月1日到6月30日，上海常态化核酸检测点实行免费核酸检测。[/size][/font]

求购核酸蛋白仪,

顶雨排队做核酸

所在社区需要做核酸检测了