超高分辨率微显示器

近日，记者从中科院化学所获悉，该所胶体、界面与化学热力学重点实验室李峻柏课题组利用其开发的“超高分辨率荧光显微镜”，观测到生物矿化过程中参与结晶的蛋白质分布信息。论文在《德国应用化学》上刊发。　　“超高分辨率荧光显微镜”可以超越远场光学显微镜的分辨率极限，直接检测到几十纳米的精细结构。而与能达到相同或更高分辨率的X光显微镜、各类电子显微镜及原子力显微镜相比，超高分辨荧光成像能在常温常压和基本不损伤生物样本活性的条件下，获得其纳米尺度的图像信息。　　研究人员介绍，“超高分辨率荧光显微镜”又称为随机光学重建显微镜(STORM)，可达到或好于50纳米分辨率。在前期研究中，李峻柏课题组在超高分辨图像采集和数据分析方面发展了实时单分子定位的程序包SNSMIL，该程序包可广泛应用于高背景成像的数据分析。　　他们利用STORM观测到方解石中生物矿化过程中参与结晶的蛋白质分布信息，为研究蛋白质诱导生物矿化的机理提供了数据。

微球透镜（SMAL）成像技术，突破传统光学显微镜光学衍射分辨率极限（200nm），将用户带入全新的显微镜时代。　　 微球成像专利技术提高了光的功率，横向分辨率可达50nm，SMAL物镜可放大到400x。　　 通过SMAL成像技术，用户能够得到超高分辨率图像并保留光学显微镜所有优势——快速、简单、无损、完整、真实颜色。我们致力于为所有人能获得超高分辨率图像，无需昂贵的设备和严格的使用环境也无需大量的样品，只需光源、透镜和相机。　　 定制软件算法将高分辨率的微球图像拼接在一起，机械台会将样品移动到镜头下方。使用户能够快速的得到全彩色和超高分辨率的大区域样品图像。创新点：微球透镜（SMAL）成像技术，突破传统光学显微镜光学衍射分辨率极限（200nm），将用户带入全新的显微镜时代。　　微球成像专利技术提高了光的功率，横向分辨率可达50nm，SMAL物镜可放大到400x。　　通过SMAL成像技术，用户能够得到超高分辨率图像并保留光学显微镜所有优势——快速、简单、无损、完整、真实颜色。我们致力于为所有人能获得超高分辨率图像，无需昂贵的设备和严格的使用环境也无需大量的样品，只需光源、透镜和相机。　　定制软件算法将高分辨率的微球图像拼接在一起，机械台会将样品移动到镜头下方。使用户能够快速的得到全彩色和超高分辨率的大区域样品图像。

美国劳伦斯伯克力国家实验室的科学家们开发了首个真彩(true-color)超高分辨率显微成像技术，为研究细胞结构和相关疾病提供了一个强大的工具。该技术将光谱与超高分辨率显微技术结合起来，在单分子成像时可以达到空前的光谱和空间分辨率。这一突破性成果发表在八月十七日的Nature Methods杂志上。　　“我们用这一技术检测每个分子在空间和光谱中的定位，根据其光谱判断分子的颜色，可以说这是首个真彩超高分辨率显微镜，”助理教授Ke Xu说，他将这一技术命名为SR-STORM(spectrally resolved stochastic optical reconstruction microscopy)。　　SR-STORM能够给出每个分子的光谱和空间信息，为人们打开了一扇新的大门。该技术不仅能够在细胞中成像多个组分，还能检测局部的化学环境(比如pH变化)。更重要的是，SR-STORM是一种高通量技术，能在大约五分钟内获得大量单分子的空间和光谱信息。　　SR-STORM是Xu博士基于自己之前的工作开发出来的，当时他在著名学者庄小威(Xiaowei Zhuang)实验室从事博士后研究。庄小威教授研发的超高分辨率成像技术STORM与诺奖得主Eric Betzig的成果不相伯仲，却和2014年的诺贝尔化学擦肩而过。　　现有的超高分辨率显微技术不能给出光谱信息，这样的信息对于理解分子行为是很有帮助的，而且能够对多个靶标实现高质量的多色成像。Xu博士和同事们经过深入探索，终于解决了这一难题。他们用发射波长相近的14种染料对样本进行染色。尽管这些染料的光谱彼此重叠，但SR-STORM能够很好的将其区分开。研究人员还用四种染料对线粒体、微管等四个不同的亚细胞结构进行标记。研究显示，SR-STORM能够根据分子的光谱轻松分辨不同的颜色，每个亚细胞结构都能鲜明的呈现出来。　　“我们以大约10nm的高分辨率，成像了细胞内四个生物学组分的空间互作，”Xu说。“目前这一技术主要用于基础研究和细胞生物学领域，我们希望日后也能将其用于医疗。研究者们可以在SR-STORM的帮助下观察细胞结构的建立，以及它们在疾病中发生的变化。”　　“细胞骨架包括一系列相互作用的亚细胞结构和蛋白，这一技术可以通过空前的颜色通道和空间分辨率，揭示不同靶标之间的互作。”　　Xu博士正在尝试进一步改良这一技术，使它能够用于常规显微系统。他也在开发合适的染料和探针，在纳米尺度上监控细胞内局部环境的变化，比如pH值。　　原文链接：Ultrahigh-throughput single-molecule spectroscopy and spectrally resolved super-resolution microscopy

光学显微镜至今已有三百多年的历史，从观察细胞的初代显微镜发展到如今打破分辨率极限的超分辨显微镜。近年来，生命科学领域蓬勃发展，对显微成像技术不断产生新的需求，光学显微镜不断向更高分辨率、快速成像、3D成像等高端技术方向发展。 我国高端光学显微镜市场长期处于被国外产品垄断的局面，许多关键核心部件依赖进口。令人欣喜的是，近五年来，市场上涌现出多种国产高端光学显微镜，包括超分辨显微镜、双光子显微镜、共聚焦显微镜、光片显微镜等，逐渐打破当前市场格局。基于此，仪器信息网特别制作“破局：国产高端光学显微镜技术‘多点开花’” 专题，并向国产光学显微镜企业广泛征稿（投稿邮箱：lizk@instrument.com.cn），了解各企业主要高端光学显微镜产品技术特点和发展进程。本篇为宁波力显智能科技有限公司供稿，公司主要产品为INVIEW iSTORM超高分辨率显微镜，其采用的STORM技术是目前国内鲜少有的超分辨技术类型。撰稿人：宁波力显智能科技有限公司副总经理张猛博士人类的历史，也是一部工具的历史。人类发展的历程就是关于如何对世界了解的更多，将人类生活变的更好更先进的历程。从旧石器时代，原始人拿起第一块石头当作工具开始，就开启了用工具进行未知世界探索和创造性改变的历程。从古至今，人类都是工具发明和使用的种族，新工具的问世也反哺人类的成长和进步，让人类一次次突破原有认知边界看到更多的未知，解决更多的问题，取得更多的成就。显微镜，正是一项帮助人类认识微观世界从而改变世界的革命性工具，也是人类探索微观世界不可缺少的工具。显微镜问世之前，人类仅可用感官来把握世界，所能认识到最小世界就是“目所能及”的常规世界，人的肉眼仅能分辨约0.1毫米尺度的物体，因而相关科学的发展缓慢。当罗伯特胡克使用显微镜观察到软木塞上的“小室”，并将其命名为细胞时，可能还没有意识到他这次实践将为人类开启微观世界的大门。人类对未知领域无限的好奇心是推动科学技术前进的动力之一，为了解析关乎生命基本结构，回答有关物质与生命等基本问题，为此人类不断开发出更为精密、分辨率更高的显微镜来探寻这些问题的答案。经过400多年的发展，近几年国际上出现了超高分辨率显微镜这一工具，一经面世就引起了众多科学家的关注和极大兴趣。那么什么是超高分辨率显微镜，为什么它能让科学家如此感兴趣呢？我们一起往下看。超高分辨率显微镜的诞生，是生命科学史上的一座里程碑简单的讲，超高分辨率显微技术是通过应用一系列物理原理、化学机制和算法“突破”了光学衍射极限，把光学显微镜的分辨率提高了几十倍，使得人类能在200nm以下以前所未有的视角观察生物微观世界的技术，具有超高分辨成像技术和实现超高分辨率成像能力的显微镜就是“超高分辨率显微镜”。那么什么是光学衍射极限呢？所谓光学衍射极限，是1873年德国科学家恩斯特阿贝提出的，由于光是一种电磁波，存在衍射，一个被观测的点经过光学系统成像后，不可能得到理想的点，而是一个衍射像，每个物点就像一个弥散的斑，如果这两个点靠得很近（小于可见光波长大约一半，约200nm），弥散斑就叠加在一起，看到的就只能是一团模糊的图像，也就无法清晰观测到衍射极限以下物体的微观空间结构。并且光学衍射极限此前长期被认为是限制光学显微镜技术通向更微观的“拦路虎”和“绊脚石”，甚至被科学界一度认为是无法突破或绕开的。直到2000年，几位世界知名科学家先后发明了几种不同技术路线的的超高分辨率显微技术。其中，Stefan Hell、Eric Betzig和W.E. Moerner三位科学家就是因其在超高分辨率显微成像技术领域的突出贡献，获得了2014年诺贝尔化学奖。至此，人类才得以突破光学衍射极限这一横亘在前、不可逾越的“大山”，实现了200nm以下超高分辨率显微成像，以光学的方法观测到纳米尺度世界的真实样貌。超高分辨率显微镜可用来研究分子定位与空间分布、分子相互作用、分子复合物的构成，并可实现分子的计数。除具有200nm以下卓越分辨率性能外，对生命样品结构也可进行精准成像定位，还具备对活体细胞进行微观观察的可能性，对于生物、生命科学、医药、医学等的领域都有着重要意义，因此吸引了全球科学家的持续研究和关注。通常来说，超高分辨率显微镜主要有两大类技术策略，一类是通过特定模式照明对分子受激荧光差异化调制实现超高分辨率成像。代表产品有受激发射光耗损显微镜(Stimulated Emission Depletion, STED)和结构光照明显微镜(Structured Illumination Microscopy, SIM)。另一类，是利用荧光分子的“开关”特性，使其随机闪烁，从而能够对单个分子分别记录，实现超高分辨率成像。随机光学重构显微镜（Stochastic Optical Reconstruction Microscopy, STORM）就是这类技术路线的代表。第一大类中，STED及其衍生都是利用“甜甜圈”状的空心光束来修饰位于中间激发光的点扩散函数（Point Spread Function, PSF），从而达到直接超分辨成像的目的。而SIM则是利用了结构光照明，以获得包含样本的结构信息的干涉图案“摩尔条纹”，加上后期的图像重构，达到超分辨成像的目的。第二大类中，STORM是利用了荧光染料分子“光控开关”（photo-switchable）性质，达到在一个衍射极限空间内（200~300 nm）随机“点亮”单个荧光分子并进行高精度定位的目的。既然叫超高分辨率显微镜，最为重要的就是对空间分辨率的提升。其实无论哪一类技术，理论上空间分辨率都是可以实现无穷小，但是受限于样本、荧光染料特性、标记密度、激发光效率等原因，实际拍摄中能实现的空间分辨率是几十纳米。从遍地洋货到国货崛起众所周知，高端显微镜市场被“洋货”所长期垄断，不仅在国外如此，在中国也是如此，国货“芳踪难觅”，这对于我们这样一个大国来说可算是“一言难尽”。当然，也有令人感到振奋的信息，那就是在超高分辨率显微镜这个细分领域，除了“洋货”最近也已见到了国货产品的身影。宁波力显智能科技有限公司（INVIEW）的超高分辨率显微镜产品INVIEW iSTORM就是一款国产超高分辨率显微产品。宁波力显智能科技有限公司是专业从事超高分辨率显微技术和产品研发的科技企业，依托复旦大学的自动控制、新一代信息技术及香港科技大学的生物、光学、图像处理等的技术，拥有光学、生物、自控、机械、信息技术等多领域交叉学科技术团队，将2014年诺贝尔化学奖得奖技术产业化，推出了INVIEW iSTORM超高分辨率显微产品，以帮助人类以前所未有的视角观察微观世界，突破极限，见所未见。INVIEW iSTORM超高分辨率显微镜产品采用dSTORM技术路线，具有20nm超高分辨率、2-3通道同时成像、界面友好、简单易用、系统稳定性好、环境适应性高等的特点。技术先进，20nm超高分辨率，3D成像采用STORM随机光学重构技术，加入柱面镜设计，在XY轴分辨率达20nm、Z轴分辨率达50nm，具备3D成像功能。多通道同时成像光路设计，稳定性高采用专有的多通道同时成像的光路设计，提供稳定的光路。自主开发的成像分光光路，可保证通道间的光学路径相对独立，使得样品发出的荧光最大效率地被探测器接收，最大限度降低通道间的串扰。并配合以最佳染料方案和最佳成像缓冲液配方，以多通道同时成像的方式，在几秒到十几分钟的时间范围内实现20nm的超高分辨率成像。物理样品锁定设计，锁定精度1nm采用纳米级实时动态锁定技术，以实时物理补偿方式纠正样品漂移，无需预热，即开即用，操作简便，免受如气流、温度变化、噪音、机械振动等的环对样品位置的影响，在高楼层、嘈杂、震动、常温常态的环境下也能稳定成像，因而具有高效、简便、对环境适应性好的特性，友好易用。 “傻瓜式”操作，易学易用软件集成了多种成像算法，并在采集数据时实时呈现超高分辨图像重构结果和详细参数，“所见即所需”，操作流程化，简单易用。具有拍摄过程简单易用、参数优化实时透明、超分辨图像实时重构、自动化用户数据管理、图像数据后分析功能等五大特点。此外，经过优化的样本制备方案更易于实验人员的掌握和实际操作。即便是技术新手，经过简单的技术讲解，2个小时以内就可操控系统并获得理想的超分辨率成像结果。以上，INVIEW iSTORM超高分辨率显微产品所具备的综合特点和优势，使得它能够帮助到更多科学家进行衍射极限尺度以下的生物分子组织与相互作用等的尖端科学研究。另外，值得一提的是，INVIEW iSTORM产品还以优异的光路、较低强度的照明、多通道同时成像所支持的较短成像时间等的综合性能，结合合适的荧光探针及根据探针特性调整的探测器拍照频率等，实现活细胞的超高分辨率成像，这将更大程度上帮助到科学家在生物学基本问题与机制上的科学研究。随着人类对自然的认识向更加微观的时空尺度，传统的科研手段已经不能完全胜任，没有高端科研仪器，要想做出重大原始创新科研成果很困难。力显智能科技将继续立足于超高分辨率显微镜技术研究及产品开发，不断推出新技术、新品，从而推动高端显微技术在中国的产业化和应用，努力为我国生命科学、医学、药学等领域的科学研究提供强大助力。INVIEW iSTORM超高分辨率显微产品超高分辨率显微技术的未来可期作为一种新兴荧光显微成像技术，超高分辨率显微成像正受到科学家们的广泛关注，实验室中不断产生着振奋人心的数据。围绕着超高分辨率核心，主要研究方向为不断提高显微镜成像性能，使其分辨率更高，成像速度更快，成像深度更深，视野范围更大，及更低的光毒性光漂白。而我们也可以清晰的看到，由于不同的超高分辨率成像技术提升分辨率的技术路径差异，很难有“面面俱到”的技术可以满足差异化样品的全部成像需求，“精准成像”，也就是针对不同的样品特点，而选择最适合这类样品的显微成像技术，是进行生命科学等领域研究的最优解，这也促使生物，光学，算法，图像处理等领域的研究人员不断深入跨学科合作，共同探索生命的奥秘。即便有了更快、更高、更深、范围更大，更低光毒性光漂白的超高分辨率显微镜，扩展应用仍有诸多挑战。细胞内有成千上万的转录本，有数以万计的蛋白分子。超高分辨率显微镜能否用来实现组学水平的多分子检测？能够找到或开发出足够多样的荧光染料以匹配更多分子吗？或者能找到奇方妙法可以实现多重、多轮检测吗？ 能否开发出新型的荧光染料，使其具有更高的光子预算，更好的光稳定性、光激活、光开关以及转换速率等特性；研制更快更灵敏的光子探测器、输出功率更高的激光器；更稳定、高效、智能的光学系统；更加高效的算法以及不同超高技术路线的联合应用；开发组学水平的多重检测方法等等，正有许多的科学家、研究者们正在进行着有益的尝试。相信未来超高分辨率技术应可应用于实现细胞内的原位测序、原位转录组与蛋白质组分析，并最终获得全景的、多组学、全时空细胞全部分子组织及相互作用图像，真正实现分子生物学与细胞生物学的新融合，让人类有更全面、更精细的视角来理解生命的基本分子组织及其运行的基本机制！超高分辨率技术和产品应用前景巨大，未来可期，令人振奋！

4月末，通用电气医疗集团(GE Healthcare)签署了一项协议，收购细胞成像产品制造商Applied Precision，具体收购金额不详。随着这次收购行动，GE Healthcare有望进入快速增长的细胞成像领域。 　　总部位于华盛顿西雅图郊外的Applied Precision开发并制造高分辨率以及超高分辨率的显微镜仪器，让研究人员能够以其他类型显微镜无法实现的规模来研究细胞过程。 　　一般显微镜所拥有的分辨率能让研究人员观察到200 nm及以上的物体。因此，对于大小在10 nm左右的胰岛素，一般的显微镜是无法看到的。然而，有了超高分辨率显微镜，研究人员就能看到。电镜的分辨率与超高分辨率显微镜相似，但它们不能活体观察细胞，而后者能做到。 　　GE Healthcare负责细胞技术的总经理Amr Abid向国外媒体透露，通过在此水平研究细胞功能，研究人员能够对功能异常细胞的机制有了更深入的了解。他举了一些例子，比如利用超高分辨率显微镜来研究HIV病毒如何穿透细胞，这为新药开发提供了信息。 　　几个世纪以来，科学家们都是利用光学显微镜对肉眼无法看到的结构进行观测，目前光学显微镜已经成为了实验室必备的实验器材之一，但是随着研究的深入，光学显微镜的分辨率已经无法达到科学家们的要求了。2008年，《Nature》杂志将超高分辨率显微技术评为年度技术。 　　Abid估计，如今整个显微镜市场大概在20亿-30亿美元。其中，超高分辨率显微镜占了约20%。Applied Precision和徕卡(Leica)是硬件方面的行业领先者，他们各自的市场份额大约为30%-35%。 　　GE目前不提供超高分辨率显微镜，也不曾开发它们。Applied Precision的产品是对GE细胞分析产品线的很好补充。GE也在探索一些方法，将其现有的细胞研究技术与Applied Precision的仪器捆绑起来。 　　目前，GE在细胞成像方面的旗舰产品是2009年上市的IN Cell平台。IN Cell Analyzer平台提供了一整套从自动化图像获取到数据的定量和深度分析以及可视化的强大工具，来协助整个高内涵分析过程。前不久，GE推出了最新版本的分析平台&mdash &mdash IN Cell 6000。 　　据Abid透露，由于Applied Precision在高分辨率以及超高分辨率显微镜方面声名卓著，故GE打算保留其名称。该公司还计划保留全部130名员工，并在技术上继续投资。GE还打算加大力度提高Applied Precision在亚太地区(如中国、印度和日本)的知名度，对于超高分辨率显微镜而言，这些区域是一个增长点，然而，Applied Precision目前的份额还很有限。 关于通用电气（中国）医疗集团生命科学部 GE Healthcare Life Science隶属于通用电气医疗集团，我们的产品和技术主要应用于基因科学、蛋白质科学、药物开发研究、以及生物制药、诊断、法医和环保等行业。 我们为制药公司提供完整解决方案，以减少新药筛选和开发的时间和费用，迅速、简单地将研究成果转为规模化生产，并更好地从药物开发候选方案中选择开发出有效、安全药物的方案，更快地研制新药，为医药研发领域的重大突破铺平道路。我们的Biacore和Microcal非标记分子相互作用分析系统是生物分子间相互作用、动力学和热力学研究的标准方法。我们的AKTA系统是专为生物分子纯化而设计的平台，集成了液相层析系统、软件和预装柱；市场上90% 以上FDA批准的生物药正是使用基于相同设计理念的可放大平台AKTAProcess系统和填料进行生物药物分子的提纯。我们的Whatman品牌提供在全球享有盛誉的过滤产品和技术，为分析领域、医疗保健和生物科学市场提供全新的解决方案。 欲了解更多有关GE医疗集团生命科学部的信息，请访问公司网站www.gelifesciences.com.cn，或垂询800-810-9118。

超高分辨率荧光显微镜正在不断改变我们对细胞内部结构及运作的认识。不过在现阶段，显微镜技术还是存在着种种不足，如果人们希望显微镜能在生物研究领域发挥重要作用，就必须对其加以改进和提高。　　光学显微镜的出现及其影响　　自荷兰博物学家、显微镜创制者Antonie van Leeuwenhoek(1632-1723)在17世纪第一次将光线通过透镜聚焦制成光学显微镜并用它观察微生物(microorganisms or animalcule)以来，显微镜就一直是生物学家从事研究工作、探寻生命奥秘必不可少的利器。正是因为有了Leeuwenhoek的这项伟大发明及其后继者对显微镜技术的不断改进和发展，人们才能够对细胞内部错综复杂的亚细胞器等结构的形态有了初步的了解。　　此后，研究人员对显微镜技术的追求从未停歇过，他们总是希望能得到分辨率更高的显微镜，从而更好地观察细胞内部更细微的结构。最近，《自然-方法》(Nature Methods)杂志上报道的超高分辨率成像技术(super-resolution imaging, SR imaging)终于使得人们可以在单分子水平上进行观察研究。　　SR技术的发展过程　　在达到今天SR技术水平的过程中，承载了许许多多研究人员辛勤劳动的汗水，也面临着诸多亟待解决的难题。　　在以上这些光学SR成像技术中有两种技术&mdash &mdash 受激发射减损显微镜(stimulated emission depletion microscopy, STED)和饱和结构光学显微镜(saturated structured illumination microscopy，SSIM)最受关注。　　最近，基于探针SR成像技术的光敏定位显微镜(PALM)和随机光学重建显微镜(STORM)，以及借助荧光基团随机激活特性的荧光光敏定位显微镜(FPALM)都已经取得了成功。　　通过基于探针的SR成像技术，可以获得多张原始图像。在每一张原始图像中，细胞内只有一部分被荧光标记的分子能发出荧光，即这些荧光分子都处于不断激活和灭活的交替状态，每一次都只有部分分子能被观察并成像。而且由于每次发出荧光的分子都分散得较为稀疏，因此相互之间不会受到影响，也就避免了因相邻分子发出荧光而无法分辨的问题。最后将这些原始图片叠加、重合在一起就得到了最终的高分辨率图像。这样，就能使得那些以前由于荧光点太密以至于无法成像的结构的分辨率达到纳米级水平，而且成像的分子密度也相当高，可以达到105个分子/&mu m2。　　这种分辨率对于生物学家来说，意味着现在可以在分子水平上观察细胞内的结构及其动态过程了。　　虽然显微镜技术已经发展到了如此高度，但它仍然只是生物学家研究中使用的一种工具。因此还需要将显微镜获得的图像与其它的试验结果互相参照，才能获得准确的结果。人们需要认清SR显微镜的优势与劣势，为操作以及判断SR图像制定出标准化的操作规范，只有这样才能最大限度地发挥SR显微镜的作用。　　现在，由于人们对细胞内各组份的组织结构以及它们的动态变化过程都只有一个概念上的认识，因此，借助显微镜从纳米水平上对这些结构及过程进行真实的观察能让人们发现许多以往所不了解的东西。例如，以前人们通过电镜发现细胞骨架是由大量丝状网格样组织构成时，就有人对此现象持怀疑态度。那些认为细胞骨架是一种用来稀释细胞内生化物质浓汤这样一种结构的细胞生物学家把这种观测结果称作僵化的人为试验结果。　　除非最新的SR显微镜图像或者其它的试验结果都能证明细胞骨架是由大量的丝状网格样组织构成的，否则还会有人持上述的怀疑观点。不过已经有其它的生化试验结果证实了早期的电镜观察结果是正确的。当然新兴的SR技术也需要其它传统的生化试验结果予以佐证才有价值，同时还需要电镜的辅助。因为电镜能提供纳米级的观察结果，这对于佐证具有同样分辨率的SR显微镜观测结果来说是最有价值的。　　今后，大家在逐步了解、接受和广泛使用SR显微镜的同时，需要注意将会出现的各种问题，以下的表格列出了部分与SR显微镜使用相关的缺点及其目前的解决方法。　　最近几年，就如何处理图像已经有了非常严格的操作规范。不过迄今为止，对于怎么处理SR图像还没有一个标准的操作规范。尤其需要指出的是，PALM和STORM数据在某些重要因素上，graph方面的共性要多于image方面。在一张SR图像上，分子的不确定性和密度都能用颜色表示出来，这种图像把细胞内该分子有可能出现的任何地点都标示出来了。而且只有被标记的分子按照一定的标准(发出的光子数)判断它的确是一个单分子并且定位准确之后才显示出来。必须对获得的图像进行这样的标准化处理之后才能分析结果。同样，对于试验数据也需要如此进行标准化处理。要提高分辨率不仅需要分子定位、分布得比较好，还需要分子数目够多，以致能达到尼奎斯特判断法(Nyquist criterion)的要求，即分子间的平均距离要小于显微镜分辨率的一半。虽然上述问题都不会影响SR显微镜的应用，但由于存在这些问题，所以我们应该时刻提醒自己，一定要仔细判读、分析SR显微镜的图像结果，只有这样才能得到有价值的生物学结论。　　SR荧光显微镜在生物学研究中的应用　　到目前为止，人们还很难得知，SR荧光显微镜会对生物学界的哪一个领域带来重大变革，但已经有几个领域出现了明显的改变。这些研究领域是动态及静态的细胞组织结构研究领域、非均质分子组织研究领域、蛋白动态组装研究领域等。这几个领域都有一个共同的特点，那就是它们研究的重点都是分子间如何相互作用、组装形成复合物。因此，能在纳米水平观察这些分子对它们来说具有重大的意义。　　通过观察蛋白质之间的组合关系来了解它们的作用，并能为后续的细胞功能试验打下基础　　结构生物学研究在这方面已经取得了很大的进展，目前已经发现了4-8纳米大小的分子间相互作用组装成细胞微管、肌丝、中间丝这些超过10微米大小聚合物的机制。不过对于核孔复合体、中心体、着丝点、中间体、粘着斑这些由许多不同蛋白经过复杂的三维组装方式组合起来的复合体，还需要更好的办法来进行研究。目标就是要达到分子水平的分辨率，这样就可以观察大复合体形成过程中的单个分子，也就能对这些分子的化学计量学有所了解了。要得到更多的生物学信息就需要SR显微镜这样的三维成像技术，例如可以使用活体细胞SR成像捕捉细胞骨架的动态重构过程等等。　　SR成像有助于人们更好地了解分子间的差异　　细胞膜蛋白组织方式的经典模型已经从随机分布的液态镶嵌模型转变成了脂筏模型、穴样内陷模型或特殊蛋白模型。这种差异与细胞不同功能相关，例如在高尔基体、cargo蛋白和高尔基体酶蛋白之间必须发生相互作用，但最终它们会按照各自的功能分开，发挥各自的作用。有很多试验手段，例如免疫电镜技术、荧光共振能量转移技术(FRET)等都已经被用来研究这种膜不均一性问题了。多色PALM技术(Multicolor PALM)为人们提供了一种新的手段用来观察膜蛋白集合、组织的过程，并且还能定量分析不同蛋白间的空间距离关系。因为有了PALM提供的单分子信息，人们就可以清楚地了解蛋白分子间的空间关系，甚至有可能计算出相隔某一距离的分子之间发生相互作用的可能性。这种方法除了用于研究膜蛋白之外，还能用于许多非随机分布的生物系统研究，例如研究微管上的马达蛋白。　　SR成像技术还能用于在单分子水平研究蛋白动态组装过程　　细胞对外界刺激信号的反应起始于胞膜，在胞膜上受体蛋白之间发生动态的集合，用来调节细胞的反应活性。像HIV这种有被膜病毒也是在细胞膜上完成病毒颗粒组装过程的病毒，也是利用了细胞的物质转运机制。尽管现在蛋白组装的物理模型还远远没有完成，但研究人员知道膜蛋白的动态组装过程是不均一的，所以通常使用荧光试验手段很难获得分子水平上的信息。同样，单分子测量技术(Single molecule measurements)也存在着类似的局限，因为单分子测量技术只能观察细胞内的几个分子，所以缺乏整体的信息。因此由于缺乏空间分辨率，很难动态地研究蛋白质组装过程。SR荧光成像技术与活细胞成像技术和单分子示踪技术(sptPALM)结合就能解决这一问题。我们可以借助分子密度准确地看出PALM图像中的蛋白质簇，蛋白质簇动态的统计数据和形态学数据能帮助我们了解蛋白质动态组装的机制。　　上面只是选了生物学研究中的3个方面来说明SR技术的用途，但这已经很好的展示了我们是如何从Leeuwenhoek最初对于生命组成的假设一步一步走到了今天，使用SR显微镜来证实构成生命体的最基本材料&mdash &mdash 分子的组合过程。STED和PALM的商业化产品已经上市了，这标志着SR显微镜的时代来临了。我们相信SR显微镜在充满创造力的生物学家们手中，一定会充分发挥它的作用，帮助我们发现更多生命的奥秘。　　原文检索：　　Jennifer Lippincott-Schwartz & Suliana Manley. Putting super-resolution fluorescence microscopy to work. Nature Methods, 17 December 2008 doi:10.1038/nmeth.f.233

近日，德国IBIDI公司成功开发出一款超高分辨率生物显微镜。该公司宣称基于新型随机光学重建显微技术“(d)STORM”，利用该公司独创的特殊塑料底板“μ-Slides”可实现超高分辨率观察活体细胞。　　STED，SIM，(F)PALM 和(d)STORM等新型光学显微技术可有效避免衍射极限，获得纳米级水平的超高分辨率成像。这些超高分辨率显示技术可应用到生物实验研究，观察了解组织细胞分子结构。IBIDI公司采用了创新性的含有亲水性膜涂层的塑料材质底板“μ-Slides”替代传统玻璃底板，首次实现了“活体细胞”超高分辨率观察。这种被成为“ibi-Treat”的亲水性膜涂层性能可以与标准的细胞培养瓶和培养皿相媲美。　　IBIDI公司相关研发工作受到了德国联邦教研部《生命科学领域光学技术—基本细胞功能》项目的资助。

2014年的诺贝尔化学奖授予了三位率先突破光学极限的科学家。现在，200nm已经不再是光学显微镜所能达到的极限，人们对细胞的认识从未像现在这么清晰。　　纳米显微技术常能获得异常美丽的图像，说它们是艺术品也不为过。《自然》杂志近日挑选了一些这样的图像以飨读者。　　诺贝尔奖得主Eric Betzig(霍华德· 休斯医学研究院 HHMI)获得这张图像，是为了理解大肠杆菌如何组织膜中的三个受体蛋白。亮光来自于研究人员标记在目的蛋白上的荧光分子。Betzig与斯坦福大学的William Moerner开发了光激活定位显微技术PALM，这一技术在这里揭示了蛋白的细胞定位。　　这张图片的左半部分是PALM的三维成像，显示了黑腹果蝇细胞中的微管。红色、蓝色到紫色，这些颜色代表着微管的不同深度，展示了Z轴方向共500nm的微管三维结构。右半部分是同一个细胞的普通显微镜成像。　　这是一个人类脑瘤样本，在共聚焦显微镜下显得很模糊(左)，用STED技术(受激发射损耗)成像就清楚多了(右)。这一技术的发明者是诺贝尔奖获得者Stefan Hell(Max Planck生物物理化学研究所)。　　在诺贝尔奖获得者的工作之后，其他研究者也发明了工作原理类似的纳米显微镜。哈佛大学的庄小威(Xiaowei Zhuang)用自己开发的随机光学重建显微技术STORM，展示了细长的神经纤维(轴突)如何每隔180nm就被肌动蛋白的环加固。　　这里显示的是一个细胞中的线粒体。图像的左边是传统显微镜获得的图像，中间是超高分辨率技术STORM的三维成像，右边是STORM的层切面图像。　　结构照明显微技术SIM是第四个问世的超高分辨率技术，这一技术通过特殊的照明模式(栅格移动)产生干涉图案(摩尔纹现象)，这些干涉图案包含了样本的结构信息。这是一张人骨癌细胞的三维SIM图像，肌动蛋白呈紫色，DNA呈蓝色，线粒体呈黄色。　　SIM技术生成了许多漂亮的细胞图像。这是一个癌细胞，红色的是肌动蛋白，蓝色的是微管，绿色的是转铁蛋白受体(负责将铁带入细胞)。　　原文检索：　　Richard Van Noorden. Through the nanoscope: A Nobel Prize gallery. Nature, 14 October 2014 doi:10.1038/nature.2014.16129

显微镜一直是生物学研究中的重要工具，随着技术的发展显微镜的分辨率在不断提高。最新的超高分辨率显微镜已经达到了超越衍射极限的分辨率。现在MIT的研究团队通过另一种巧妙的方式达到了同样的目的。　　研究人员并没有在显微镜上下功夫，而是从组织样本下手，利用一种吸水膨胀的聚合物将组织样本整体放大。这种方法非常简单成本也很低，能用普通共聚焦显微镜达到超越200nm的分辨率。这项发表在Science上的成果，能使更多科学家接触到超高分辨率成像。　　&ldquo 你在常规显微镜下就可以实现超高分辨率成像，不需要购买新设备，&rdquo 文章的资深作者，MIT的副教授Ed Boyden说，Fei Chen和Paul Tillberg是这篇文章的第一作者。　　物理放大　　衍射极限曾经是光学显微镜的最大障碍之一，使其分辨率无法突破200nm，然而这个尺度恰恰是生物学家最感兴趣的。为了克服这个问题，科学家们开发了超高分辨率显微技术，该技术获得了去年的诺贝尔化学奖。　　然而，超高分辨率显微镜最适合用于薄样本，成像大样本的时间比较长。&ldquo 如果想要分析大脑，或者理解肿瘤转移中的癌细胞，或者研究攻击自身的免疫细胞，你需要在高分辨率水平上观察大块的组织，&rdquo Boyden说。　　为了使组织样本更容易成像，研究人员使用了聚丙烯酸盐制成的凝胶，这是一种高度吸水的材料，通常用于尿不湿中。　　研究人员首先用抗体标记想要研究的细胞组分或蛋白，这种抗体不仅连有荧光染料，还能够将染料连到聚丙烯酸盐上。研究人员向样本添加聚丙烯酸盐并使其形成凝胶，然后消化掉起连接作用的蛋白，允许样本均匀膨胀。样本遇到无盐的水之后膨胀了100倍，但荧光标记在整个组织中的定位并没有改变。　　人们一般用普通共聚焦显微镜进行荧光成像，不过它的分辨率只能达到几百纳米。研究人员通过放大样本，用共聚焦显微镜达到了70nm的分辨率。&ldquo 这种膨胀显微技术能够很好的整合到实验室已有的显微系统中，&rdquo Chen补充道。　　大样本　　MIT的研究团队用这种膨胀显微技术，在常规共聚焦显微镜下成像了500× 200× 100微米的大脑组织切片。而其他超高分辨率技术难以成像这么大的样本。　　&ldquo 其他技术目前可以达到更高的分辨率，但使用起来比较难也比较慢，&rdquo Tillberg说。&ldquo 我们这个方法的优势在于，使用简单而且支持大样本。&rdquo 　　研究人员认为，这一技术对于研究大脑的神经连接非常有用。Boyden的团队将注意力放在大脑研究上，不过这一技术同样适用于肿瘤转移、肿瘤血管生成、自身免疫疾病等研究。

显微镜技术经过长期发展，加之近年来物理学界接二连三出现的重大科研进展，终于，在2008年，显微镜发展史上的新成果&mdash &mdash 超高分辨率荧光显微镜为科学家所研制出。人们预言，它定会成为生物学家的好帮手。　　Stefan Hell打破了物理学界的传统看法　　自从1873年Ernst Abbe第一次发现光学成像具有衍射限制现象以来，物理学界就公认，显微镜的分辨率具有极限，该极限与光源的波长有关。直到一个多世纪之后，罗马尼亚物理学家Stefan Hell推翻了这一观点。他是首位不仅从理论上论证了，而且用实验证明了使用光学显微镜能达到纳米级分辨率的科学家。　　罗马尼亚物理学家Stefan Hell，现任德国马克斯· 普朗克生物物理化学研究院(Max Planck Institute of Biophysical Chemistry)主任。　　早在上世纪80年代中期，当时师从德国海德堡大学(University of Heidelberg)一位低温固态物理学家的Stefan Hell就已经发现，如果不是像常规那样使用一个透镜聚焦，而是将两个大孔径的透镜组合在一起聚焦，就可以提高光学显微镜的分辨率。Stefan Hell是首位发现这一现象的研究人员。　　Hell于1990年顺利完成了他的博士学业，但同时，这也意味着他将无法再凭借奖学金的资助进行研究了。Hell最终决定独自一人继续在家研究以上的发现，并最终成功发明了4Pi显微镜。4Pi显微镜，超高分辨率成像中的一个步骤　　时任美国马萨诸塞州坎布里奇市哈佛大学(Harvard University)化学系教授的Sunney Xie遇到了Hell，当他了解了Hell发明的4Pi高分辨率显微镜时，Xie对Hell勇敢地对传统物理学观点提出挑战的精神表示赞许。　　随后，Hell带着他的发明来到了位于德国海德堡的欧洲分子生物学实验室(European Molecular Biology Laboratory, EMBL)，并获得了德国科学基金会提供的奖学金。1991年，Hell在该实验室开始他的博士后研究工作。　　起初，许多科学家，包括那些声名显赫的物理学家都认为Hell的工作对于提高光学显微镜的分辨率没有太大的意义。他们认为，Hell仅用他那少得可怜的科研经费来从事这项研究简直就是在冒险。但Hell却始终坚信他能够打破衍射极限。　　Hell的努力没有白费，他的冒险终于获得了回报。1992年，Hell第一次用他的4Pi高分辨率显微镜证明了他的确能将传统光学显微镜的分辨率提高3~7倍。然而，尽管Hell提高了Z方向的分辨率，他还是没能突破衍射极限的限制。　　此后不久，Hell又在芬兰土尔库大学(University of Turku)得到了他的第二个博士后职位。一个星期六的早晨，Hell正躺在研究生公寓的床上看一本有关光学量子理论的书，突然，灵光一闪，Hell脑海里浮现了一个想法：如果使用一种合适的激光，仅激发一个点的荧光基团使其发光，然后再用一个面包圈样的光源抑制那个点周围的荧光强度，这样就只有一个点发光并被观察到了。Hell给他的这项发明取名STED，即受激发射损耗显微镜(stimulated emission depletion)。有了这个想法后，Hell立即行动，冲进实验室进行相关实验。每当回想起当时的心情，Hell都会觉得那是他科研生涯中最激动的时刻。　　曾在EMBL与Hell共事，并共同研发4Pi显微镜的Pekka Hanninen指出，Hell在土尔库大学进行研究工作时非常刻苦。那时，他经常被许多问题困扰。尽管如此，研究过程中还是有许多快乐萦绕着他们。Hell不仅是一名严谨的科学研究者，还是一名音乐爱好者，每当工作至深夜时，实验室走廊总会回响起Hell吹奏萨克斯风的动听乐声。由共聚焦显微镜(左图)和STED(右图)成像的一个神经元。　　1994年，Hell在《光学快报》(Optics Letters)上发表了他关于STED的理论文章。不过直到多年以后，这项理论才得以在实践中被证实。在那段时间里，Hell一面继续研究工作，一面四处奔走筹集科研经费，还卖掉了他4Pi 显微镜的专利。　　但是那个时候Abbe的衍射极限理论仍然在学界占统治地位，许多物理学家对Hell的理论都持怀疑甚至批评态度，因此他们也都将研究重点放在其它的成像技术上。尽管如此，Hell还是在1997年与马普生物物理化学研究所签订了一份长达5年的合同，以继续他的STED研究。　　1999年，Hell将他的研究成果分别投给了《自然》(Nature)杂志和《科学》(Science)杂志，不过都被退稿。当时两位杂志的主编都没有意识到他的研究成果将会改变整个显微镜领域。　　直到2000年，事情才终于有了转机&mdash &mdash 《美国国家科学院院刊》(PNAS)发表了Hell的科研成果。采用 Hell的STED技术，人们第一次得到了纳米级的荧光图像。Hell的工作由此获得了广泛的肯定，2002年，他获得了马普研究所的终身职位。从此，Hell一直在马普研究所从事成像技术的研究工作。　　紧随STED这项开创性工作之后，世界各地实验室等研究机构内陆续出现了一批高分辨率的显微镜技术。例如，由珍妮莉娅法姆研究学院(Janelia Farm Research Campus)的物理学家兼工程师Mats Gustafsson领导的研究团队开发出了结构光学显微镜(structured-illumination microscopy, SIM)。果蝇卵母细胞内的肌动蛋白的3D SIM成像，该照片拍摄于完整的卵泡内。　　SIM技术的原理是通过一系列光成像的图案对低分辨率莫尔条纹形式的精细结构进行成像，此类图像是采用其它技术所无法观察到的。然后再由计算机处理、分析这些条纹中包含的信息，最终就可以获得高分辨率的图像。　　同年，Gustafsson小组得到了HeLa细胞中肌动蛋白细胞骨架的图像，他的图像相比传统显微镜的图像来说，在测向上的分辨率提高了2倍。随后，Gustafsson小组又使用非线性技术将整体分辨率提高了4倍。　　科研竞赛　　2006年，超高分辨率显微镜研究行业翻开了新的篇章。Eric Betzig、Harald Hess以及Lippincott-Schwartz小组、Samuel Hess小组以及庄晓威(音译)科研小组几乎同时报道了他们提高显微镜分辨率的科研成果，下面分别介绍这三个小组的研究情况。　　Eric Betzig、Harald Hess以及Jennifer Lippincott-Schwartz小组　　2005年夏天，细胞生物学家Jennifer Lippincott-Schwartz卸下了她在美国马里兰州贝塞斯达美国国立卫生研究院(HIV)暗室里的红色灯泡。Lippincott-Schwartz正在为赋闲在家的两位物理学家Eric Betzig和Harald Hess腾出空间，筹备实验室。正是这两位物理学家研制出了光敏定位显微镜(photoactivated localization microscopy, PALM)，他们的这种新产品能将荧光显微镜的分辨率提升至纳米级水平。　　接下来的整个冬天，Eric Betzig、Harald Hess以及Lippincott-Schwartz等人都一直在那间狭小的没有取暖设备的实验室里工作。现在就职于美国弗吉尼亚州阿士伯恩霍华德休斯医学研究所珍妮莉娅法姆研究学院(Howard Hughes Medical Institute&rsquo s Janelia Farm Research Campus in Ashburn, Virginia)的Hess承认，自己与Betzig对生物学的认识都不深。不过近15年来，他们一直都在努力，希望能运用生物学知识获取高分辨率的显微图像，但是没有取得明显进展。然而，当Hess和Betzig了解到Lippincott-Schwartz和George Patterson在2002年发明的光敏绿色荧光蛋白(photoactivatable green fluorescent protein)后，他们知道他们已经找到了解决问题的关键所在。　　回想起当时的情形，Lippincott-Schwartz指出：&ldquo 他们当时非常激动。我还记得当我们得到第一张显微图像时，你根本无法看出那是什么东西。直到我看到他们将荧光图像和电镜图像叠加之后的结果才相信，我们成功了。我当时觉得这一切真是太神奇了。&rdquo 　　2006年，Eric Betzig、Harald Hess以及Lippincott-Schwartz小组在《科学》(science)杂志上发表了他们的PALM研究成果。使用PALM可以清楚得看到细胞黏着斑和特定细胞器内的蛋白质。　　Samuel Hess小组　　Samuel Hess小组是上述三个小组之一。Hess是美国缅因州立大学(University of Maine)物理系的助理教授。2005年夏天，Hess一直在和他们学校的化学工程师和生物学工程师，就如何提高观察活体细胞脂筏结构的分辨率等问题进行交流。　　2005年的一个夏夜，Hess被邻居家举办舞会的声音吵醒。半睡半醒的Hess走下楼来，随手画了一副设计图，他的这种设计是需要借助荧光标记的蛋白质来显示细胞形态的。第二天早上，当Hess重新翻看这幅非清醒状态绘制的潦草的设计图时，不由得大笑起来。不过令人吃惊的是，他的这幅设计图竟然没有一点问题。于是他把这幅图拿给物理系的同事检查，但同事也没有发现任何问题。　　接下来，Hess就按照他的设计图开始制作显微镜了。此时，他的科研经费所剩不多，而结题时间转眼就到。因此，Hess等人以最快的速度组装好显微镜，并进行了试验。同时，在不到两天的时间里，缅因州立大学表面科学技术实验室的同事就为Hess制备好供检验显微镜效果的蓝宝石晶体样品。　　对于同事们的帮助，Hess总是不胜感激。　　2006年，《生物物理学期刊》(Biophysical Journal)刊登了Hess小组的科研成果。他们将这项研究成果命名为荧光光敏定位显微镜(fluorescence photoactivation localization microscopy, FPALM)。2007年，Hess小组证明了FPALM可以分辨细胞膜脂筏上的蛋白质簇。　　庄晓威科研小组　　与此同时，另一个研究小组&mdash &mdash 哈佛大学霍华德休斯医学研究所(Howard Hughes Medical Investigator at Harvard University)的研究员庄晓威科研小组也在研究高分辨率成像技术。　　通过3D STORM观察到的一个哺乳动物细胞内线粒体网状系统。传统荧光成像(左图) 3D STORM成像(中图)，其中，采用不同颜色标记出z的位置 3D STORM成像中xy维图像(右图)。　　其实，这三个小组都有一个共同的也是非常简单的理念，那就是先获得单分子荧光图像，再将成千上万个单分子图像叠加在一起，获得最终的高分辨率的图像。　　早在2004年初，庄等人就已经意外发现了有一些花青染料可以用作光敏开关。这也就意味着这些染料既可以被激活发出荧光，也可以被关闭不发光，人们可以使用不同颜色的光束来随意控制这些花青染料的开和关。　　从那以后，庄等人就一直在研究如何用光敏开关探针来实现单分子发光技术。他们希望能用光敏开关将原本重叠在一起的几个分子图像暂时分开，这样就能获得单分子图像，从而提高分辨率。Eric Betzig小组和Samuel Hess小组也都采用了同样的策略，只不过他们使用的不是光敏开关而是一种可以先被荧光激活继而被漂白失活的探针。　　2006年，庄的科研成果在《自然-方法》(Nature Methods)杂志上发表，他们将这项成果命名为随机光学重建显微镜(stochastic optical reconstruction microscopy, STORM)。使用STORM可以以20nm的分辨率看到DNA分子和DNA-蛋白质复合体分子。　　此后几年，超高分辨率荧光显微镜又得到了进一步的发展。现在，生物学家已经能够使用超高分辨率荧光显微镜在纳米水平上观察细胞内部发生的生化变化了。以往那些大小在200nm至750nm之间的模糊泡状图像再也无法对他们造成困扰了。尽管早在上世纪80年代，科研机构里就已经出现了超高分辨率显微镜的构思，但只是最近几年里这项技术才伴随着它的商业化进程获得了快速发展。现在，已经有几十家实验室安装了这种最新型的显微镜并投入了使用。正像Lippincott-Schwartz所说的，超高分辨率显微镜正在以飞快的速度被科研界接受，在生物学界更是如此。　　超高分辨率显微镜的成绩　　已经开始使用这些显微镜的生物学家对这项技术都表示出了极高的热情。Jan Liphardt这位在美国劳伦斯伯克力国家实验室(Lawrence Berkeley National Laboratory)工作的生物学家，还清楚地记得他2006年第一次在《科学》(science)杂志读到Betzig的那篇有关PALM技术的论文时的激动心情。当他看到那幅线粒体蛋白的图像时立刻想到了该技术可以用于他自己的微生物研究领域。　　Liphard说道：&ldquo 通常，我们得到的大肠杆菌荧光图像都只有20像素，甚至更低，现在突然有一幅几千像素的图片摆在你面前，你可以想象那是一种什么感觉。&rdquo 　　Liphard现在正与Betzig以及其他一些研究人员一起研究大肠杆菌的趋化现象(chemotaxis)。Liphard还提到：&ldquo 我从没想到这项技术达到的分辨率有这么高，可以如此清楚地看到细胞内单个蛋白质分子的定位，甚至还能定量。而对我来说，每天的工作实际上就是在弄清楚这些蛋白质在什么位置，什么时候存在。而之前我们的研究主要采用间接方法。但超高分辨率显微镜这项新技术是我从事科研工作这么长时间以来，感触最深，获益最大的一项科技成果。&rdquo 　　美国丹佛市科罗拉多州立大学医学院(Medicine at the University of Colorado Denver)的助理教授Nicholas Barry也正在和Betzig合作，他们使用了一台蔡司的全内反射荧光成像系统(total internal reflection fluorescence imaging, TIRF)来研究肾细胞顶端胞膜上的蛋白质簇。　　Barry指出，只需要一台蔡司显微镜和普通电脑，差不多就足够了。此外，他们还花费3万美元添置了两台激光发射器。现在，Barry等人可以在8分钟内得到一幅图像，这幅图像由10000帧图像合成，每一帧图像上显示10个分子。最后的图像文件大小大约是0.3GB。Barry等人还使用Perl语言自己开发了一套免费程序。Barry表示：&ldquo 这里面包含了每帧图像的资料信息，客户可以根据这些信息进行相关计算。&rdquo Barry充满信心地提到，很快就会有人为NIH的那套免费图像分析软件ImageJ开发出一套运算程序作为插件使用。　　美国斯坦福大学(Stanford University)化学及应用物理系教授W.E. Moerner曾于1989年第一个在试验中使用光学显微镜得到了单分子图像。W.E. Moerner教授表示，这几年来，超高分辨率显微镜研究领域已经取得了巨大的进展，终于达到了纳米级单分子分辨率。他兴奋地说：&ldquo 经过了近20年对单分子成像课题的研究，我们终于取得了完美的成果。&rdquo 　　展望　　自从2006年STORM技术和PALM技术问世以来，科技工作者就一直在不断努力，对它们进行改进、完善和提升。2008年，Lippincott-Schwartz的研究团队将PALM技术和单颗粒示踪技术(single-particle tracking)结合，成功地观测到活体细胞胞膜蛋白的运动情况。同年，庄小威研究组在《科学》(science)杂志上也发表了他们的3D STORM成像成果，该技术的空间分辨率比以往所有光学3D成像技术的分辨率都要高出10倍。论文中，他们展示了用3D STORM成像技术拍摄的肾细胞内微管结构图和其它的分子结构图。随后，他们又进一步将该技术发展成了多色3D成像技术(multicolor 3D imaging)。Gustafsson，还有其他一些科研工作者使用3D SIM技术(该技术使用3束干涉光，而不是常见的2束)观察到了共聚焦显微镜(confocal microscopes)无法观测到的哺乳动物细胞核内结构。位于德国的世界知名光学仪器制造公司蔡司公司进一步发展了SIM和PALM技术，不过他们将PALM称为PAL-M。蔡司公司预计将于2009年末推出全新的成像产品。　　2008年，Hell小组使用STED技术通过抗体标记目标蛋白，观察到了活体神经元细胞中突触小泡(synaptic vesicles)的运动过程。同年稍晚些时候，他们又使用4Pi显微镜和STED技术得到了固定细胞内线粒体的3D图像，分辨率达到了40至50nm。最近，他们又使用超高分辨率显微镜成像技术对脑切片组织中的形态学变化进行了研究，并得到了活体神经元细胞树突棘(dendritic spines)的3D图像。PALM在哺乳动物细胞内拍摄到的粘附复合物。　　由于最近几年这些新技术的不断涌现，现在可以对活体细胞进行三维观察了。Gustafsson指出，随着PALM技术和STORM等新技术的出现，以前很多看起来不可能的事情现在都变得可能了。　　尽管已有许多科学家从这项技术进展中获益，但是仍然可以进一步提高，以使更多的研究人员能够在自己的工作中使用它。到目前为止，那些成功应用此项技术的实验室都采取了正确的技术组合：研究人员可以很好地将物理学与生物学相结合&mdash &mdash 他们将显微镜装配并做适当的调节，然后用它对生物学样品进行检测。Moerner指出，软件的编写也不容小觑：对检测到的光子进行定位和报告需要进行准确计算，从而得到合适的分辨率。　　仅仅是显微镜的价格就已经限制了它的普及性，Leica&rsquo s TCS STED显微镜高达100万美元。因此，如何获得相应的资金来购置显微镜仍然是摆在研究人员面前的一个难题，位于丹佛市的科罗拉多大学(University of Colorado)光学显微镜组主任Bill Betz这样说道。　　Betz曾申请用于显微镜购置的资金，但遭到了拒绝。但他表示，他们已经计划再次申请相关资金。而Stefan Hell曾指出，激光领域的技术进展已经可以使得研究人员自己在实验室内构建一个STED平台，花费只需不到10万美元。　　除了要将这一技术方法普及，使生物学家能够加以利用之外，该项技术的研发人员还表示，他们已经开始致力于研究更宽范围及更多样的荧光探针了。更好的探针当然能够为我们带来更高的分辨率及更快速的图像处理。美国纽约阿尔伯特&bull 爱因斯坦医学院(Albert Einstein College of Medicine)解剖学及结构生物学副教授Vladislav Verkhusha说到：&ldquo 为了对活体哺乳动物细胞进行研究，你就需要有一整套的荧光标记蛋白和可通过光控开关控制的蛋白质。&rdquo 他本人在荧光蛋白领域的研究工作就受益于PALM的出现。　　庄晓威的众多项目之一便是与Alice Ting及其在麻省理工学院(MIT)的实验室合作，对蛋白标记技术进行研究，希望能够找到一种方法可以将小和明亮的光控开关可控的探针标记于细胞的特异蛋白上，从而可以对活细胞进行成像。她提到：&ldquo 将遗传标记方法与小而明亮且可被光控开关控制的探针结合在一起，将是今后发展分子级别超高分辨率成像的十分理想的一种方法。&rdquo 　　尽管研发人员还将继续努力，以进行相应技术的提高，但是超高分辨率荧光显微镜更加广泛的应用还是毫无疑问地成为新的一年的标志。Harald Hess说：&ldquo 这一技术的确会为生物学家的工作带来很大的帮助。同时，我们也在不断询问，&lsquo 你们想要用它做什么精彩的实验?&rsquo 事实上，我们也得到了许多精彩的答案。&rdquo

p　　北京大学陈良怡团队联合华中科技大学谭山团队发明了一种超灵敏结构光超高分辨率显微镜 -- 海森结构光显微镜 （Hessian SIM）。此项成果近日以全文形式在线发表于Nature Biotechnology （影响因子41.67），论文题目为“Fast， long-term， super-resolution imaging with Hessian structured illumination microscopy”。/pp style="text-align: center "img src="http://img1.17img.cn/17img/images/201804/insimg/9733f7f5-ffa5-4262-9ca6-a6f439e01233.jpg" title="1.png"//pp style="text-align: center "图1：海森结构光显微镜解析囊泡融合孔道形成全过程。上图：实际的动态过程解析；下图：由实验结果得到的囊泡融合的四个中间态。/pp　　在每秒钟得到188张超高分辨率图像时，海森结构光显微镜的空间分辨率可以达到85纳米，能够分辨单根头发的1/600到1/800大小结构，而所需要的光照度小于常用的共聚焦显微镜光照度三个数量级。由于极低的光漂白以及光毒性，实现了100 Hz超高分辨率成像下连续采样10分钟得到18万张超高分辨率图像，或者是在1 Hz超高分辨率成像下连续1小时超高分辨率成像基本无光漂白。/pp　　与获得2014年Nobel化学奖的受激辐射损耗超高分辨率显微镜（STED）相比，海森结构光显微成像以极高的时间分辨率、极低的光毒性在活细胞超高分辨率成像方面占显著优势。例如，在观察细胞内囊泡与细胞质膜融合释放神经递质和激素过程中，海森结构光显微镜与STED显微镜（分辨率60纳米，每秒5幅左右； 巫凌钢实验室2018年3月Cell上线的文章）都可以观察到囊泡融合形成的孔道；但是，海森结构光显微镜还解析出囊泡融合时四个不同中间态，包括囊泡打开3纳米小孔、囊泡塌陷、融合孔道维持和最后的囊泡与细胞质膜完全融合的过程，真正可视化膜孔道形成的全过程（图1）。/pp style="text-align: center "img src="http://img1.17img.cn/17img/images/201804/insimg/a8d935d2-2f07-4d3a-bfc4-18cf43e9c1ae.jpg" title="2.png"//pp style="text-align: center "图2、海森结构光显微镜显微镜下观察到COS-7细胞中的内质网和线粒体相互作用的动态过程，蓝色的线粒体用MitoTracker Green标记，可以清楚辨识内嵴结构；品红色的是用SEC61-mCherry标记内质网结构。/pp　　此项突破一方面是基于硬件自主设计的新偏振旋转玻片阵列、高精度的时序控制程序以及高数值孔径物镜的应用；另一方面是创新的重构算法，借鉴了人眼区分信号和噪声的机制，首次提出将生物样本在多维时空上连续、而噪声是完全随机分布的先验知识用于构建海森矩阵，指导超高分辨率荧光图像的重建。/pp　　超灵敏海森结构光显微镜是目前活细胞成像时间最长、时间分辨率最高的超高分辨率显微镜，适用于各种细胞、不同探针的荧光成像 – 可以说，所有应用扫描共聚焦显微镜的场景都可以使用海森结构光显微镜，因而具有广泛的应用前景。/pp　　该论文的第一作者为北京大学黄小帅、华中科技大学范骏超和北京大学李柳菊，通讯作者为北京大学陈良怡、华中科技大学谭山。工作得到了国家自然科学基金委重大仪器研制基金、重大研究计划专项、科技部国家重点研发计划基金、重点基础研究发展计划和北京市自然科学基金委重点项目的资助。陈良怡、黄小帅等主创成员参与了早先发表于Nature Methods的高分辨率微型化双光子显微镜的研制，荣获2017年中国十大科学进展等荣誉。未来，他们将进一步实现微型化海森结构光的显微在体成像。/p

双倍提升结构光照明显微技术分辨率蔡司新一代超高分辨率显微成像系统Elyra 7 with Lattice SIM2蔡司推出了具有开创性的Lattice SIM²，可提高结构照明显微镜（SIM）的分辨率和光切质量。使用显微镜系统蔡司 Elyra 7上的Lattice SIM²，将传统的SIM分辨率提高一倍，生命科学研究人员现在可以以60nm分辨率区分出活的和固定的样品的最佳亚细胞结构。SIM是一种基于栅格的照明技术，可以以超出光学显微镜衍射极限的分辨率进行成像。两年前，随着蔡司Lattice SIM的推出，SIM成像技术迈入新的时代，蔡司将SIM的分辨率优势与成像速度和检测灵敏度的大幅提高相结合，使超高分辨率显微镜蔡司 Elyra 7成为活细胞成像的理想选择。借助Lattice SIM²，蔡司通过不懈努力将超高分辨率成像技术又向前推进一大步，使研究人员能够突破以往超高分辨率成像技术在分辨率，成像速度和光毒性等方面的限制。Lattice SIM2同时提升分辨率、光切性能和样品适用性Lattice SIM²在分辨率，光切性能和样品适用性方面均优于传统的SIM，而无需特殊的染色方案或复杂的显微镜技术的专业知识。Lattice SIM²不仅可以解析低至60 nm的结构，还可以同时进行超高分辨率和高动态成像——这是观察活细胞或生物体中快速生物过程的必要条件。以远低于100 nm分辨率进行活体生物样品成像借助Lattice SIM²，研究人员现在可以同时以低于100 nm的分辨率和高达255fps速度进行活体生物样品的细节成像。这种简单易用又能达到高时空分辨率的成像方式，将使发现新的亚细胞功能原理成为可能，并有助于更好地了解细胞器的分布和结构。发育生物学，神经科学，植物科学和相关学科的研究人员将通过揭示快速的细胞过程，以更深的成像深度解析3D结构并研究分子水平的结构变化，来获得对模式生物和标本的更多见解。参与产品测试的用户立即意识到Elyra 7 with Lattice SIM²的研究潜力，并对新的可能性表示了热情。约克大学影像与细胞计量学负责人Peter O’Toole：“我记得最初看到结果时，我惊讶的大笑。我的下一个反应是向可以立即受益的一些关键用户发送电子邮件。从组织神经生物学家到细胞和分子免疫学家，再到从事酵母和细菌研究的科学家，他们都已经从Lattice SIM²中受益。”随着Lattice SIM²的推出，蔡司Elyra 7将不断发展成为兼容活细胞的超高分辨率显微成像的主要平台。蔡司有着强大的动力，想为科学界提供可轻松使用先进的成像技术

p　　中科院膜生物学国家重点实验室联合华中科技大学发明了一种超灵敏结构光超高分辨率显微镜-----海森结构光显微镜 （Hessian SIM)，实现了活细胞超快长时程超高分辨率成像，能辨清囊泡融合孔道和线粒体内嵴动态。在每秒钟得到188张超高分辨率图像时，海森结构光显微镜的空间分辨率可以达到85纳米，能够分辨单根头发的1/600到1/800大小结构，而所需要的光照度小于常用的共聚焦显微镜光照度三个数量级。同时，该显微镜也实现了细胞“能量工厂”线粒体的超快超分辨成像，首次在活细胞中解析线粒体融合、分裂时内嵴的活动，及线粒体内嵴自身的重组装过程，并能够观察内质网与线粒体发生相互作用时的动态变化。/pp　　与获得2014年Nobel化学奖的受激辐射损耗超高分辨率显微镜（STED）相比，其具有极高的时间分辨率、极低的光毒性，在活细胞超高分辨率成像方面优势显著。/pp style="text-align: center "img src="http://img1.17img.cn/17img/images/201805/insimg/235ade60-4b77-42b8-bfd2-21c083b4ea5d.jpg" title="640-2.jpeg"//pp　　海森结构光显微镜解析囊泡融合孔道形成全过程。上图：实际的动态过程解析；下图：由实验结果得到的囊泡融合的四个中间态。/pp　　灵敏海森结构光超高分辨率显微镜的成功验证，一方面基于新偏振旋转玻片阵列、高精度的时序控制程序以及高数值孔径物镜等硬件的自主研制；另一方面是重构算法的创新，首次提出将生物样本在多维时空上连续，而噪声是完全随机分布的先验知识用于构建海森矩阵，指导超高分辨率荧光图像的重建。/pp　　超灵敏海森结构光显微镜适用于各种细胞、不同探针的荧光成像。可以说，所有应用点扫描共聚焦显微镜的场景都可以使用海森结构光显微镜，因而具有广泛的应用前景。/pp　　此项研究成果以题为“Fast, long-term, super-resolution imaging with Hessian structured illumination microscopy” 以全文形式于近日在线发表于《Nature Biotechnology》 上。/pp　　论文链接：https://www.nature.com/articles/nbt.4115/ppbr//p

2023年8月6日至12日，由清华大学蛋白质研究技术中心、生物医学测试中心、中国细胞生物学学会细胞器生物学分会联合主办的第四届活细胞与超高分辨成像高级研讨会在清华大学成功举办。众多领域专家学者、行业头部翘楚齐聚一堂，和来自全国各地的100余位青年学者一起见证了这场学术盛宴。研讨会邀请了北京大学席鹏教授、陈良怡教授、孙育杰教授，中科院生物物理所李栋研究员，中国科技大学唐爱辉教授，西湖大学章永登研究员、清华大学陈春来副教授等十数位在活细胞、超分辨、单分子成像等领域的知名专家进行报告，还邀请了尼康、徕卡、蔡司等公司就超分辨成像、一体化活细胞成像等仪器进行了专业介绍和体验展示。在本次研讨会上，力显智能科技联合创始人兼COO张猛博士就《单分子定位超高分辨率显微镜iSTORM在生物医学领域的应用》进行了相关报告分享。会议期间，力显智能科技研发的新品活细胞超高分辨率显微成像系统iSTORM VIVO在清华大学正式发布，更是为这场精彩盛宴增添了一抹亮色。现场，清华大学高级工程师王文娟老师与力显智能科技联合创始人兼COO张猛博士共同为活细胞超高分辨率显微成像系统iSTORM VIVO揭幕。揭幕仪式力显智能科技联合创始人兼COO张猛博士表示：非常感谢一路支持力显的各位朋友和老师，是大家的支持和帮助，促成了这次活细胞超分辨新品在清华大学的圆满发布，这是广大用户对力显超分辨的再一次肯定，也是力显智能科技自研国产超分辨之路的又一个重要里程碑。活细胞超高分辨率显微成像系统iSTORM VIVO作为目前国内唯一的商业化单分子超分辨显微系统，iSTORM成功实现了光学显微镜对衍射极限的突破，使得在20纳米的分辨率尺度上从事生物大分子的单分子定位与计数、亚细胞及大分子复合物结构解析、生物大分子生物动力学等的研究成为现实。在原先标准版iSTORM的基础上，经光机系统、染料、算法协同开发，iSTORM VIVO在活细胞超分辨成像领域获得极大技术提高，提升原始图像拍摄速度，搭配高密度快速荧光定位算法，可以在维生条件下进行快速活细胞超高成像，以高精密度的成像能力解析活细胞的各种生命生理过程，极大弥补了传统STORM技术在活细胞超分辨成像领域的短板，给生命科学、医学等领域带来重大突破。

蔡司 Elyra 7 with Lattice SIM摘得“分析/测试”类桂冠德国耶拿，2019年11月22日 蔡司荣获负有盛名的2019年度R&D 100大奖。R&D 杂志的评委选择了蔡司 Elyra 7 with Lattice SIM超高分辨率显微镜作为“分析/测试”类的获奖技术。 蔡司Elyra 7 with Lattice SIM是用于生物医学研究中超高分辨率成像的显微镜系统。其创新的Lattice SIM技术具有非常高的光效率，并且能快速超高分辨率成像。此外，其光毒性低和成像速度快的特点，可让研究人员从中受益良多。Lattice SIM照明技术突破了快速超高分辨率的界限，其目前可用于几乎所有活细胞和固定样本的成像实验。得益于此，研究者可以借助Lattice SIM 多通道长时间的以三维大视野、温和地观察活细胞样品的快速动态过程细节。 Lattice SIM可进行光学切片，并在3D模式下获得2倍于衍射极限的分辨率。Lattice SIM技术在传统超高分辨率结构照明显微成像（SR-SIM）的原理上进行了创新，可实现高达255帧/秒（fps）的图像采集速率。此外，Lattice SIM的高对比度和强大的重构能力，可在更深或光散射更强的生物样品中实现成像。 蔡司 Elyra 7可以在空间分辨率和成像速度上与研究者的实验需求完美契合。Lattice SIM技术可以克服传统SIM技术在速度、3D和光毒性等方面的局限性，为生命科学许多领域的新发现打开了大门。 R&D 100大奖是一项年度国际评比，旨在选出100项杰出的科学和技术创新。获奖者来自工业界、学术界、私人研究机构和实验室。本年度颁奖典礼将于12月5日的R&D100会议期间在加利福尼亚州圣马特奥举行。

超高分辨率让“不可能”变为“可能”!史晓磊Isotope Abundance同位素丰度，是指自然界中存在的某一元素的各种同位素的相对含量（以原子百分计）。如1H的同位素丰度为99.985%，2H为0.015%。可用于追踪物质的运行和变化规律，借助同位素原子以研究有机反应历程的方法，称之为同位素示踪法。因其所引用的同位素标记化合物的化学量是极微量的，不会对体内生理过程产生影响，获得的分析结果符合生理条件，在代谢组学研究中被广泛应用。想在不受13C干扰的条件下去测量低丰度的2H示踪以用于代谢研究，是几乎不可能的，由于来自四极杆质谱的M+1质量同位素13C丰度很高，约为 18%，严重干扰了测定2H的标记示踪[1]。但实际上，2H(0.015%)的低自然丰度使得示踪剂剂量在理论上小于0.5%是可能的[2]，这需要极高分辨率的质谱才能实现完全的基线分离，而Orbitrap Exploris GC 240出现之后，凭借其240000的超高分辨率，让以往在代谢研究中不可能实现的难题变为可能。今天为大家分享一篇美国德克萨斯大学西南医学中心的研究人员利用Orbitrap Exploris GC 240分析棕榈酸中的2H同位素示踪剂的应用。图1.棕榈酸酯C16H31O2的质量同位素分布摘要新生脂肪生成(De novo lipogenesis, DNL)是由碳水化合物等非脂质营养物质合成的脂肪酸，是长期储存热量和维持细胞膜的主要营养物质[3]。监测DNL在细胞器、细胞、组织活检、小鼠模型和人类等环境中的功能，将有助于发现新的分子生理学和许多不同疾病的潜在干预措施。DNL通量通常通过氘水(2H2O)给药后2H掺入脂肪酸来测量。本文利用GC-Orbitrap解析2H和13C脂肪酸质同位素，允许DNL定量使用较低的2H2O剂量和较短的实验周期。NewOrbitrap Exploris™ GC 240科研利器，引领潮流图2. 稳定同位素2H2O是测定DNL的基础 图3.EI模式下的棕榈酸甲酯的质谱图图4.NCI模式下的棕榈酸五氟苯酯质谱图 通过比较棕榈酸甲酯在EI模式和五氟溴代苯衍生棕榈酸酯在NCI模式下的质谱图，NCI测定五氟苯酯产生了未破碎的棕榈酸盐离子(C16H31O2，精确分子量为255.2324)，比EI检测甲酯的效率和灵敏度高1000倍(见图3和图4)。 图5. 采用不同条件验证2H在棕榈酸中的示踪标记 针对不同AGC（自动增益控制）目标的靶向选择离子监测(Target-SIM)(2*104, 2*105和3*106)，2H1和13C1的M + 1两种方法都能很好地分辨。而但全扫描数据为易受离子损失，特别是在AGC目标值高的情况下，容易产生空间电荷效应。同时，准确度高(94-107%)，精度高(变异系数10%)[5-6]，Target-SIM在定量时是更为合适的采集模式。 图6.模拟人体水富集到0.3% 2H2O时棕榈酸质量富集作为DNL的函数研究棕榈酸酯13C1和2H1 (M + 1)质量位移需要用165,000的最小分辨率进行分辨，以往用傅立叶变换离子回旋共振质谱法（FT-ICR-MS）可以实现，但扫描时间长，并需要超导磁体[7]，不易实现。当GC-Orbitrap商业化之后，成为很多代谢组学实验室进行分辨13C和2H的首选。为了确定这种方法是否比单位分辨率的质谱更有优势，模拟了超高分辨率的质谱0-10%的DNL分数范围和0.3%的体内水富集。结果证明，GC-Orbitrap为检测极低前体和产物富集的DNL提供了主要的理论优势。 图7. 在其他脂肪酸中也可以检测到2H富集 结论 本文介绍了一种HR-Orbitrap-GC-MS方法，该方法解决了其他同位素的2H质谱富集，来研究DNL生成。在棕榈酸中直接检测2H质量同位素可防止在低富集时与13C自然丰度的卷积，实验证明，DNL可以在1小时内检测完成，且2H2O的剂量比以前更低[8]。Orbitrap Exploris GC 240因其超高的24万分辨率解决了代谢组学研究中一直以来的难题，成为代谢组学研究中不可或缺的利器。 参考文献：1. Brunengraber, H., Kelleher, J. K. & Des Rosiers, C. Applications of mass isotopomer analysis to nutritional research. Annu. Rev. Nutr. 17, 559 (1997). 2. Diraison, F., Pachiaudi, C. & Beylot, M. In vivo measurement of plasma cholesterol and fatty acid synthesis with deuterated water: 3. Wallace, M. & Metallo, C. M. Tracing insights into de novo lipogenesis in liver and adipose tissues. Semin Cell Dev Biol, https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2020.02.012 (2020). 4. Murphy, E. J. Stable isotope methods for the in vivo measurement of lipogenesis and triglyceride metabolism. J. Anim. Sci. 84, E94–E104 (2006). 5. Su, X., Lu, W. & Rabinowitz, J. D. Metabolite spectral accuracy on orbitraps.Anal. Chem. 89, 5940–5948 (2017). 6. Fernandez, C. A., Des Rosiers, C., Previs, S. F., David, F. & Brunengraber, H.Correction of 13C mass isotopomer distributions for natural stable isotope abundance. J. Mass Spectrom. 31, 255–262 (1996). determination of the average number of deuterium atoms incorporated. Metabolism 45,817–821 (1996). 7. Herath, K. B. et al. Determination of low levels of 2H-labeling using highresolution mass spectrometry: application in studies of lipid flux and beyond.Rapid Commun. Mass Spectrom. 28, 239–244 (2014). 8. Previs, S. F. et al. Using [(2)H]water to quantify the contribution of de novo palmitate synthesis in plasma: enabling back-to-back studies. Am. J. Physiol.Endocrinol. Metab. 315, E63–E71 (2018).

荧光显微成像技术对人们理解神经科学起了非常关键的作用。而最近一些年出现的各种超分辨显微成像技术和专门的荧光探针能够以超过以往普通光学显微镜的分辨率直接观察神经元亚细胞结构和蛋白质排列。并以直观可视方式揭示了神经细胞骨架组成、分布、运动和膜蛋白信号传导、突触下结构和功能，以及神经元−胶质细胞相互作用。同时超高分辨显微成像技术（Super Resolution,SR,下文中出现SR均指超高分辨率显微成像技术）对于许多自身免疫和神经退行性疾病模型中的分子靶点研究也提供了全新的强大工具。今年春，Werner等科学家在美国化学学会会刊（ACS)上最新发表了一篇综述，比较详实系统介绍了超高分辨率显微技术在神经科学上的最新应用进展。我们在此文基础上进行了编译整理。因文章较长，分四期介绍。本期为第三部分内容。5.3. 突触后室突触受体位于突触后室，负责传递来自突触前末端的信号。它包含支架蛋白--负责锚定突触后受体的专门用于信号整合的信号分子。在神经元树突中，从主要树突轴起源并突起的小体积树突棘提供分区功能，并根据突触活动和发育阶段显示大小和形状的动态变化。树突棘是突触长时程增强（LTP）的结构相关物，因此与学习和记忆有关。要想准确观察树突棘的小尺寸、不同形状和动力学，一般要求采用超过衍射极限的分辨率并有可能进行活体成像的光学显微镜方法。第一个将活细胞SMLM应用于原代神经元的研究之一是使用碳菁染料（如Dil）可视化脊髓和丝状足。对于突触后膜结构的可视化，已经发现了一个新的膜标记试剂系列，该系列可实现神经元追踪和树突棘的可视化。最近，通过快速SIM和增强共聚焦显微成像研究了树突棘上微小突起（称为小刺）的动力学。通过将SIM成像与计算方法相结合，进一步评估了树突棘的几何结构，证实凹面对于棘结构稳定的重要性。在树突棘中，F-肌动蛋白高度定位富集在突触后密度区（PSD）和树突棘膜上。肌动蛋白的分子速度升高已让其扩散到除棘尖外整个棘的亚区。为了分析脊髓中肌动蛋白的动力学，我们设计了一种低亲和力的光转换肌动蛋白探针，并利用像差校正光学系统对活体脑切片动力学进行了表征。通过STED显微镜观察对phalloidin-ATTO647N标记的原代神经元，可以在树突棘颈和丝状棘中观察到F-肌动蛋白的周期性片段。同年，STORM成像也显示树突棘颈和丝状棘中存在以肌动蛋白为基础的周期性膜骨架。在树突棘中，分支的F-肌动蛋白在PSD附近聚集，而延伸仅限于指状突起的尖端，并为棘突提供了基础。通过基于监督学习的模式识别进行图像分割，可以对树突肌动蛋白组成异质性做自动分析。用SMLM也对树突F-肌动蛋白进行了同样的分析，并使用树突铂复原电镜进行了验证。使用STED显微镜在活体小鼠脑切片海马CA1神经元上进行延时拍照并结合FRAP及电生理学检查，证明在神经递质释放诱导的长时程增强（LTP)时树突棘颈部具有可塑性（宽度增加并长度减少）。使用正置STED显微镜实现了活体小鼠树突棘动力学的首次超高分辨率成像。在这里Thy1 EYFP小鼠体感皮层中的树突棘在其头部和颈部表现出形态可塑性。另外使用双光子STED成像对活体小鼠的海马树突棘动力学进行了研究，树突棘密度与早期报告相比高出2倍，并能测算几天内的树突棘蛋白周转率（图10）。图10 体内长时程双光子STED成像--海马CA1锥体神经元树突棘蛋白周转。左上图：使用长工作距离物镜的实验方法和CA1锥体神经元的双光子整体图像。右上图：传统的双光子成像与双光子STED成像的比较，显示了总体上更高的棘突密度和更详细的形态，特别是在轴和棘突中。空的箭头标志着常规双光子成像不能显示的棘突，而填充的箭头表示双光子STED报告的棘突数量更多、形态更复杂。底部图像：在海马CA1区基底树突的一个选定区域内，连续几天（第0天、第2天和第4天）成像的树突棘周转。树突棘被连续编号。AB=接近树突的轴突（缩回的棘突用红色标记；新的棘突用绿色标记）。转载自原文参考文献 273。此外，sptPALM揭示了富集在突触棘的突触后激酶CaMKII的空间和动力学亚群，该激酶介导钙依赖性可塑性机制。这些动力学似乎由棘肌动蛋白调节，因为Latrunculin A导致棘内CaMKII扩散显著改变。在PSD内的棘头，一个密集的蛋白质复合物含有不同的突触后支架蛋白，如PSD-95、homer1和shank3，它们排列在大小为∼80纳米的亚突触域中。根据不同的突触类型，PSD-95被动态组织为单个单元或多个纳米簇的形式。STED显微镜揭示了突触后支架蛋白负责将离子受体锚定到突触后膜上，SMLM观察到的活体原代神经元也是一样。在这里，活细胞单分子成像结合定量分析揭示了含有GluA2的AMPA-Rs（优先聚集在突触下的PSD-95簇中）的稳态调节。而PSD-95的uPAINT成像和AMPA-Rs的spt PALM报告在70 nm大小的PSD-95纳米域内平均聚集了20个AMPA-Rs，进一步证实了上面提到的这个发现。AMPA-Rs形成纳米颗粒，并能在几分钟内动态改变其大小和形状。与突触可塑性匹配的是：动态变化是通过突触内和突触外隔室之间的AMPA-Rs在时间维度交换，通过横向扩散来实现的。这些过程通过以微球标记抗体为靶点的内源性受体的单分子追踪实验得到证实。受体运动的类型被认为是布朗扩散，与突触后元件发生短暂的、低亲和力的相互作用。单分子追踪实验中使用Atto 647N修饰的抗体揭示了谷氨酸诱导的脱敏AMPA-Rs的侧向扩散增加导致的短期可塑性。AMPA-Rs的侧向扩散也与突触的短时程增强和长时程增强（分别为STP和LTP）有关。例如，已经证明，为了从突触抑制中恢复，脱敏受体通过侧向扩散被功能受体替换。此外，追踪实验表明，在CaMKII激活诱导LTP后，AMPA-Rs扩散到突触部位。这一过程由钙浓度升高触发，它导致CaMKII介导的stargazin（它与PSD-95一起能够调节AMPA-R的迁移率）磷酸化。进一步的研究报道，AMPA-Rs的交联导致膜上受体制动，它阻止了成功的LTP诱导。这一机制也可能导致由AMPA的致病性抗体介导的自身免疫性CNS疾病的病理生理学。与NMDA-R和mGluR5代谢受体的GluN1亚单位相比，AMPA-Rs的纳米级结构以不同的簇大小为特征。令人惊讶的是，突触前mGluR5受体表现出更均匀的分布，没有聚集行为。通过一种新的基于敲入的基因组编辑方法观察到，代表NMDA-R总库的内源性GluN1亚单位受体被证明聚集在一个由单个受体包围的主要单簇中。在关注NMDA-R细分的NR2A和NR2B亚型时，SMLM表明，在突触发育过程中，这些亚型被分割成纳米结构域，并根据其突触比率进行重塑。关于谷氨酸受体的活动性，单分子追踪实验揭示，神经元活动优先影响AMPA-R的活动性，而NMDA-R的活动是由蛋白激酶C活动触发的，而不是由钾升高触发的。此外，dSTORM成像表明，不同的NR2亚单位定位于不同的纳米结构域，这些纳米结构域在神经元发育过程中表现出灵活性。根据NR2A和NR2B的纳米结构，LTP的表达可以双向调节。kainate受体的单分子追踪实验也表明，突触捕获紧随着突触活性增加后发生。这里，突触激活导致的kainate受体与突触β-连环蛋白/N-钙粘蛋白复合物结合，形成短期可塑性。作为抑制性突触的对应物，gephyrin是将GABAA（GABA-a R）或甘氨酸受体（GlyR）并入突触后膜所必需的关键锚定分子。通过对突触中gephyrin分子的PALM/dSTORM成像发现：抑制性PSD（iPSD）体积为0.01至0.1μm3，并且每个iPSD中有200−250个gephyrin分子。单分子成像进一步揭示了gephyrin分子与受体结合位点的化学计量比约为1:1.96。类似于兴奋性突触，抑制性PSD（IPSD）根据突触活动动态调节其大小。通过NMDA-R激活形成的抑制性突触LTP加剧突触gephyrin积累，从而以CaMKII依赖的方式增加GABA-AR聚集，从而诱导GABA能突触后电流的增强。相反，抑制gephyrin向突触区的募集导致GABA-AR迁移率降低，并阻止iLTP的诱导。iLTP诱导后，gephyrin片段化为纳米结构域。gephyrin的重组降低了抑制性突触后电流的振幅变异性，证明了GABA-AR准确定位对于iLTP的真正表达非常重要。有趣的是，单粒子追踪显示，脱敏的GABA-AR甚至可以通过侧向扩散在并列的GABA能突触之间交换，为控制GABA能电流提供了另一种机制。此外，为了阐明多巴胺能突触的超微结构布局，dSTORM成像将多巴胺转运体映射到胆固醇依赖性纳米结构域，从而为更好地理解多巴胺能神经传递的病理生理过程奠定基础。5.4.亚突触结构域中的跨突触排列早期电生理学实验中已经发现，突触强度取决于突触前融合位点和突触后受体组织之间的空间关系，突触释放由释放位点的数量，突触小泡的释放概率，以及受体提供的突触后基本反应来决定。首先观测到的亚结构域的跨突触组织是突触粘附分子SynCAM 1位于边缘，EphB2位于PSD的中央。SynCam1在PSD中形成突触下云，可被长期抑郁症模式重塑。SMLM观察链霉亲和素的新单体变体（设计用于减少突触区域的交联和空间位阻），表明跨突触伙伴神经肽原1和神经纤维素1ß在突触处扩散受阻，形成相反的簇。这项研究还表明，另一种粘附分子LRRTM2的流动性不如神经肽1，并形成更密集、更稳定的簇。最近揭示了兴奋性突触上活性区的细胞基质和突触后受体支架的跨突触排列，它与提供高保真突触传递的靶向神经递质释放有关。在这里，释放位点定位是通过一种基于融合到突触囊泡蛋白Vglut1的pHluorin标记和RIM1/2纳米簇的超分辨检测的新方法实现的。多色3D定位显微镜显示RIM1/2和突触后PSD-95形成相反的纳米簇。LTP诱导导致PSD-95密度断裂增加，同时增强了纳米柱的排列，而LTD导致突触后柱的紊乱。突触前和突触后关键分子的这种纳米级排列主要由于neuroligin 1。此外，在应用STED显微镜的实时成像实验中，已经报道了树突棘体积增加和排列的纳米模块数量之间的紧密相关性。还报道了抑制性突触的亚突触结构域的纳米级排列。在这里，STED和SIM阐明了gephyrin和GABA-AR突触前亚区域的紧密联系。此外，突触后GABA-A 受体云显示与突触前边缘结构域结合（图11）。在小鼠神经肌肉连接处，带连接褶开口的突触后乙酰胆碱受体和突触前活动区的排列已通过应用SIM成像可视化。图11. 抑制性突触上的突触亚结构域。突触前的RIM元素与突触后的gephyrin支架分子以及抑制性突触的GABA-A R的突触下结构域的排列。PSD的体积和突触下域的数量随着活动相关的突触大小的变化而变化。转载自原文参考文献302。5.5. 三联突触星形胶质细胞是神经传递的基本调节者，神经元突触周围突触前星形细胞突起（PAPs）的吞噬产生了三联突触这一术语。PAPs能够通过传递调节分子来改变和控制突触的传递。通过dSTORM重建星形细胞突起，可以通过标记胶质酸性纤维蛋白（GFAP）和谷氨酰胺合成酶和S100b的成像来实现星形细胞的纳米级可视化。最近的一份报告应用ExM来观察脑片中突触周围的星形胶质细胞谷氨酸转运体显示，在与这些棘附近的GLT-1水平较高有关的较大的神经元树突棘中，谷氨酸的摄取效率降低（图12）。图12. 海马大脑切片中CA 1锥体神经元周围的星形细胞突起。锥体神经元的树突在Thy1-YFP小鼠系标记（绿色）；星形胶质细胞则是在海马脑片上的GLT-1免疫染色显示（红色）。蓝色信号代表树突区和星形细胞突起的共同定位。更高的放大率插图见右图。左下：大棘和小棘的分类。底部中间和右侧：GLT-1和神经元YFP的共定位像素的量化。请注意右图树突棘体积归一化后的变化；红点表示平均数和SEM，p = 0.0220 (绝对GLT-1覆盖率），p = 0.00223（相对GLT-1覆盖率）。转载自原文参考文献307。EM和STORM发现，PAPs也配备了局部翻译位点，以避免星形细胞体细胞中合成的蛋白质的长距离运输路线。最近在器官型切片中进行的3D STED显微镜研究揭示了星形细胞钙信号的结构前提。在星形细胞内检测到了海绵状结构，它包含了接近突触部位的节点和轴。钙离子瞬变的共聚焦成像与星形细胞结构的STED显微镜相结合，显示自发的钙离子瞬变紧密地映射到这些结点。因此，这些结点被认为是类似于树突棘的空间分隔作用。胶质传导物质的外渗需要提供胶质囊泡。通过将电容测量与葡聚糖摄取后星形胶质细胞内的囊泡的SIM图像相关联，发现了外吞和内吞之间的Dynamin依赖性膜中间物。通过STED显微镜和SIM分析单个胶质小泡的特征，在星形胶质细胞中有两个小泡群，其大小和融合能力不同。Phluorin实验结合SIM确定星形胶质细胞囊泡上Syb2分子的拷贝数为25∼。此外，应用STED和TIRF显微镜对培养的星形胶质细胞中的VAMP3阳性囊泡进行了单囊水平的分析。测量结果显示VAMP3覆盖的囊泡大小约为80纳米，并提供证据表明这些囊泡参与了钙依赖性的囊泡循环。SIM成像还可以发现，突触蛋白中一种已知的参与神经元外排的v-SNARE蛋白，也普遍存在并组织在单个星形胶质细胞的囊泡上，以实现高效的外排。星形胶质细胞还通过回收proBDNF到BDNF参与促进兴奋性LTP。这里，SIM成像显示，proBDNF在体细胞区域位于囊泡大小的集群中，而沿星形胶质细胞末梢的点状模式占主导地位，以扩大BDNF对记忆的作用。为了最大限度地减少激发光的散射，通过应用被动CLARITY进行组织透明化和多光子显微镜，改善了组织深处的星形细胞成像。通过使用SiR-actin和SiR-tublulin探针的STED显微镜和原子力显微镜（AFM）的相关方法来测量膜的拓扑结构和硬度，将星形细胞的细胞骨架和膜的生物物理特性联系起来。（未完待续）本文由超高显微技术应用工程师郭连峰、黄梓彤编译（受篇幅限制，未将参考文献列出）相关阅读：超高分辨率显微技术在神经科学中的应用（一）超高分辨率显微技术在神经科学中的应用（二）

近日，中国科学院空天信息创新研究院遥感科学国家重点实验室研究员倪文俭带领的森林遥感团队，在利用超高分辨率光学遥感立体观测数据提取森林三维结构研究方面取得重要进展。现有研究认为，光学多角度立体观测数据在林区不具备穿透能力，故在缺乏林下地形数据时，无法独立进行森林垂直结构参数的直接测量，特别是在浓密山地林区。本研究发现：分辨率优于0.2 米的光学立体观测数据能够对单株树木的冠顶结构进行精细刻画；受树木异速生长方程启发，创建了“生长关系约束的林下地形逼近算法”(AGAR)，打破了传统的认知局限，实现了仅利用光学立体观测数据对森林垂直结构的直接测量。相关研究成果发表在Remote Sensing of Environment上。 　　森林作为重要的陆地生态系统碳库之一，准确估算其碳储量是遥感研究的主要方向，可服务于我国的“双碳”战略和地球系统碳循环过程研究。过去，国内外开展了基于遥感影像光谱或微波散射强度等“二维”特征的森林碳储量估算原理与方法研究，而“地形影响”“遥感信号饱和”仍是难以逾越的两大科学难题。因此，国际学界逐渐转向以卫星测距技术为基础的“三维”遥感，包括以激光测距为基础的激光雷达遥感、以微波测距为基础的合成孔径雷达干涉以及以视觉测距为基础的光学多角度立体观测。美国科学家致力于发展具备冠层穿透能力的星载激光雷达，包括早期搭载在航天飞机上的激光高度计SLA01和SLA02、2003年至2009年运行的ICESat/GLAS卫星、2018年发射的ICESat-2卫星以及2019年放置在国际空间站上的GEDI。欧洲科研人员则积极发展穿透能力较强的L波段Tandem-L和P波段BIOMASS合成孔径雷达干涉卫星，并计划2024年发射。相较于激光雷达和合成孔径雷达干涉，光学多角度立体遥感具有图像直观形象的显著优势但受穿透能力的限制，目前主要用于地表高程的测量，且需要依靠其他数据源提供的林下地形才能对森林垂直结构进行测量，应用价值和场景受限。 　　近年来，中国在光学多角度立体遥感方面快速发展，先后发射了资源三号、高分七号、天绘系列以及其他商业遥感卫星，同时影像空间分辨率逐步提高。能否利用不断提高的空间分辨率来突破其穿透能力弱的限制，进而最大程度地发挥超高分辨率光学多角度立体遥感数据的应用价值，既是国际前沿科学问题又是中国遥感科研人员亟需回答的问题。 　　森林遥感团队意识到超高分辨率光学多角度立体观测遥感数据的独特价值，自2014年对无人机立体观测数据在森林结构参数测量中的应用进行了持续研究，并于2018年开展了大兴安岭林区大范围无人机采样观测实验，揭示了观测角度与影像分辨率的耦合规律，证实了森林高度信息对叶面积指数估算的补充作用，研发了针对落叶林区森林高度提取的有叶季和无叶季影像协同解决方案，突破了光谱与三维几何特征协同的散发枯立木识别技术、单木识别与分割技术、以背景识别为基础的高精度森林覆盖度提取技术。在上述数据与技术积累的基础上，该团队创建了“生长关系约束的林下地形逼近算法”(AGAR)，实现了复杂地形条件下森林高度的直接提取。该成果证实了无需额外林下地形数据的支持，AGAR算法仅利用超高分辨率光学多角度立体观测数据即可实现森林高度提取。 　　尽管AGAR算法使用无人机获取的立体观测影像开展研究，且算法的具体技术细节需要进一步测试完善，但随着0.1米卫星光学遥感数据时代的到来，该方法将开启超高分辨光学立体遥感影像森林三维遥感新时代。图1.生长关系约束的林下地形逼近算法(AGAR)的核心思路图2.典型地形条件下森林高度提取的效果。(a)-(c)为光学多角度立体观测数据获取的数字表面模型(DSM)；(d)-(f)为光学多角度立体观测数据通过林窗插值提取的森林高度，由于浓密林区林窗较少，导致树高被严重低估或者地形特征去除不彻底；(g)-(i)为利用AGAR提取的森林高度。(a)区域覆盖山脊，(b)区域覆盖山谷；(c)区域覆盖从山脚到山顶的斜坡。

一、项目基本情况项目编号：0835-220Z12306661项目名称：超高分辨率显微成像系统采购采购方式：公开招标预算金额：6,800,000.00元采购需求：合同包1(超高分辨率显微成像系统采购):合同包预算金额：6,800,000.00元品目号品目名称采购标的数量（单位）技术规格、参数及要求品目预算(元)最高限价(元)1-1其他专用仪器仪表超高分辨率显微成像系统1(套)详见采购文件6,800,000.00-本合同包不接受联合体投标合同履行期限：合同生效180天内完成货物安装调试并交付使用。二、申请人的资格要求：1.投标供应商应具备《政府采购法》第二十二条规定的条件，提供下列材料：1）具有独立承担民事责任的能力：在中华人民共和国境内注册的法人或其他组织或自然人， 投标（响应）时提交有效的营业执照（或事业法人登记证或身份证等相关证明） 副本复印件。分支机构投标的，须提供总公司和分公司营业执照副本复印件，总公司出具给分支机构的授权书。2）有依法缴纳税收和社会保障资金的良好记录：提供投标截止日前6个月内任意1个月依法缴纳税收和社会保障资金的相关材料。 如依法免税或不需要缴纳社会保障资金的， 提供相应证明材料。3）具有良好的商业信誉和健全的财务会计制度：供应商必须具有良好的商业信誉和健全的财务会计制度（提供2021年度财务状况报告或基本开户行出具的资信证明） 。4）履行合同所必需的设备和专业技术能力：按投标（响应）文件格式填报设备及专业技术能力情况。5）参加采购活动前3年内，在经营活动中没有重大违法记录：参照投标（报价）函相关承诺格式内容。 重大违法记录，是指供应商因违法经营受到刑事处罚或者责令停产停业、吊销许可证或者执照、较大数额罚款等行政处罚。（根据财库〔2022〕3号文，“较大数额罚款”认定为200万元以上的罚款，法律、行政法规以及国务院有关部门明确规定相关领域“较大数额罚款”标准高于200万元的，从其规定）2.落实政府采购政策需满足的资格要求：合同包1(超高分辨率显微成像系统采购)落实政府采购政策需满足的资格要求如下:本项目不属于专门面向中小企业项目。本项目落实促进中小企业发展政策、支持监狱企业发展政策、支持残疾人福利性单位发展政策、支持脱贫攻坚等相关政策。本项目所属行业为工业。3.本项目的特定资格要求：合同包1(超高分辨率显微成像系统采购)特定资格要求如下:(1)供应商未被列入“信用中国”网站(www.creditchina.gov.cn)“记录失信被执行人或重大税收违法失信主体或政府采购严重违法失信行为”记录名单；不处于中国政府采购网(www.ccgp.gov.cn)“政府采购严重违法失信行为信息记录”中的禁止参加政府采购活动期间。（以资格审查人员于投标（响应）截止时间当天在“信用中国”网站（www.creditchina.gov.cn）及中国政府采购网（http://www.ccgp.gov.cn/）查询结果为准，如相关失信记录已失效，供应商需提供相关证明资料）。(2)单位负责人为同一人或者存在直接控股、 管理关系的不同供应商，不得同时参加本采购项目（或采购包） 投标（响应）。 为本项目提供整体设计、 规范编制或者项目管理、 监理、 检测等服务的供应商， 不得再参与本项目投标（响应）。 投标（报价） 函相关承诺要求内容。(3)本项目不接受联合体投标；不允许分包、转包。三、获取招标文件时间： 2022年09月07日 至 2022年09月14日 ，每天上午 00:00:00 至 12:00:00 ，下午 12:00:00 至 23:59:59 （北京时间,法定节假日除外）地点：广东省政府采购网https://gdgpo.czt.gd.gov.cn/方式：在线获取售价： 免费获取四、提交投标文件截止时间、开标时间和地点2022年09月27日 09时30分00秒 （北京时间）递交文件地点：广州市越秀区先烈中路102号华盛大厦北塔26楼广东元正招标采购有限公司开标室开标地点：广州市越秀区先烈中路102号华盛大厦北塔26楼广东元正招标采购有限公司开标室五、公告期限自本公告发布之日起5个工作日。六、其他补充事宜1.本项目采用电子系统进行招投标，请在投标前详细阅读供应商操作手册，手册获取网址：https://gdgpo.czt.gd.gov.cn/help/transaction/download.html。投标供应商在使用过程中遇到涉及系统使用的问题，可通过400-1832-999进行咨询或通过广东政府采购智慧云平台运维服务说明中提供的其他服务方式获取帮助。2.供应商参加本项目投标，需要提前办理CA和电子签章，办理方式和注意事项详见供应商操作手册与CA办理指南，指南获取地址：https://gdgpo.czt.gd.gov.cn/help/problem/。3.如需缴纳保证金，供应商可通过"广东政府采购智慧云平台金融服务中心"(http://gdgpo.czt.gd.gov.cn/zcdservice/zcd/guangdong/)，申请办理投标（响应）担保函、保险（保证）保函。-七、对本次招标提出询问，请按以下方式联系。1.采购人信息名 称：广东工业大学地 址：广州市广州大学城外环西路100号联系方式：020-393400322.采购代理机构信息名 称：广东元正招标采购有限公司地 址：广东省广州市越秀区先烈中路102号华盛大厦北塔26楼2608联系方式：020-87258495-1053.项目联系方式项目联系人：陈小姐、黄先生电 话：020-87258495-105广东元正招标采购有限公司2022年09月06日

p style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "使用显微镜，是为了实现人力所不能及的事情。显微镜一直是生物学家从事研究工作、探寻生命奥秘必不可少的利器。为了看到更精细的生命体精细结构，研究人员对显微镜技术更高分辨率的追求从未停止。/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "早在19世纪初，John Herschel和George Airy分别提出，点光源通过理想透镜成像时，由于衍射而在焦点处形成的光斑。这种中央明亮、周围有一组较弱的明暗相间同心环状条纹的光斑，在第一暗环以内的的中央亮斑称作艾里斑，在数学中通常用点扩散函数PSF来表示sup[1,2]/sup。如图所示，当两点之间的距离大于埃里斑时，才能被解析出来，可以被解析的最小距离即为分辨率。/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "德国物理学家Ernst Abbe在此基础上提出了分辨率的解析方程Angular Resolusion，可以用来描述人眼、相机、物镜等一系列成像设备的解析能力。他将这个假说应用的物镜上第一次提出了物镜的数值孔径（NA）的概念，并在1873年提出了决定物镜分辨率的方程sup[3]/sup。1896年，Lord Rayleigh对这个方程做了z轴的测算sup[4]/sup。具体如下：/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "其中d代表分辨率，表示可以解析的两点之间最小距离；λ代表入射光波长；NA即为数值孔径，由光的最大入射夹角决定。/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 0em text-align: center " img style="max-width: 100% max-height: 100% width: 450px height: 314px " src="https://img1.17img.cn/17img/images/202007/uepic/f54bf352-44d0-429f-b2b1-df42d4702fbf.jpg" title="图片1.png" alt="图片1.png" width="450" height="314" border="0" vspace="0"//pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 0em text-align: center "图1：（a）埃里斑示意图，中央明亮、周围有一组较弱的明暗相间同心环状条纹的光斑。（b）可以解析的两个相邻埃里斑。（c）无法解析的两个相邻埃里斑。（图片来源于网络）/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "因此，20世纪的显微镜生产商们主要通过提高物镜的数值孔径来提高物镜的分辨率。span style="text-indent: 2em "但是，由于衍射的存在数值孔径的提高是有极限的，衍射极限限制了系统的分辨率。/span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="color: rgb(192, 0, 0) "strong极限是用来打破的/strong/span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "几十年以来，研究者们采取了不同策略进一步了提高显微镜的分辨率。 有一些尽在衍射极限之外适度地提高了分辨率，比如共聚焦成像时采用更小的针孔大小、借助于反卷积或者神经网络算法sup[5,6]/sup、4Pi显微镜sup[7]/sup和结构光照明显微镜技术sup[8]/sup等等，这些技术不需要特殊制样，分辨率提升一般在2倍左右（100-150nm）。除此之外，还有另外两种被称为Nanoscopy的超高显微技术：一类是采用受激辐射或其他方法对发射光PSF进行擦除的确定性超高分辨率显微镜，如STED、GSD、RESOLFT和SSIM等sup[9,10]/sup；另一类是基于荧光分子随机定位的超分辨技术，使得相邻的荧光分子在不同时间发光，从而将它们分辨开来，如STORM、PALM、PAINT、dSTORM等等sup[11,12]/sup。这两类技术都可以将显微镜的成像分辨率推进到100nm以内，相较于荧光分子定位技术而言，第一类技术对生物制样要求相对容易，因此在常规生物实验室研究中应用更加广泛。/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="color: rgb(192, 0, 0) "strong常用商业化超高显微技术/strong/span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "随着技术的发展，硬件和软件都更趋于稳定，超高分辨显微技术也有了越来越多的商业化产品。由于成像技术和成像需求的多元化，根据成像需求和样品特点来选择合适的超高分辨率显微镜技术对用户来说相当重要。在此，我们针对几类常见超高分辨显微镜技术在生命科学领域中应用做简要介绍。/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "strong（1）反卷积计算技术/strong/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "这是一类最早走进生物学应用的超高分辨率技术，它主要基于图像计算。只要有光线传播就存在卷积现象，在光学成像过程中也是如此。一般来说显微镜成像中的信号模糊主要受卷积和噪音两方面因素影响。因此，采用适合的采样方式和去卷积算法可以很大程度上提高图像的分辨率和信噪比。这类技术对物镜的品质要求较高，需要物镜的PSF参数达到可以计算的标准才能有比较好的效果；另外，传统的去卷积技术也对成像的像素点密度有所要求，需要参考Nyquist定律来判断采样频率是否达到需求。/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 0em text-align: center " /pp style="text-align: center"img style="max-width:100% max-height:100% " src="https://img1.17img.cn/17img/images/202007/uepic/f50ef5b2-747b-4812-a935-f525916de89f.jpg" title="图2.png" alt="图2.png"//pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 0em text-align: center "图2. （a）PSF在成像过程中的影响。（b）荧光显微镜图片去卷积前（右）和后（左）/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 0em text-align: center "（图像来源于网站）/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "目前市场上此类产品主要分为两类，一类是反卷积显微镜，另一类是单独的反卷积软件。一般来说，反卷积显微镜是基于宽场荧光显微镜设计的自动化成像系统，综合考虑了特定物镜的PSF、采样频率和相对应的反卷积算法，因此成像速度快、操作简单。而单独的去卷积软件需要用户了解该图像处理方法对样品、物镜和采样方式的要求，并匹配合适的分析方法。虽然操作有一定的门槛，但是这类软件针对的显微镜种类较多，从荧光显微镜到共聚焦乃至超高分辨率显微镜都有相应的算法，一般成像技术都可以通过去卷积算法进一步提高分辨率。/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "strong（2）基于共聚焦的超高技术/strong/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "针孔（Phinhole）是激光共聚焦显微镜成像中的必要组件，在共聚焦成像中通过针孔来去掉焦平面以外的杂散光，从而实现层扫的效果。而针孔的大小除了影响层扫的厚度之外还影响成像的分辨率。当针孔缩小时，层扫厚度变薄、xy和z轴分辨率提高（PSF减小）、可检测的信号减少。我们可以使用较小的针孔大小（0.5AU）和去卷积技术结合得到分辨率和信噪比较高的图像。span style="text-align: center text-indent: 0em " /span/pp style="text-align: center"img style="max-width: 100% max-height: 100% width: 550px height: 473px " src="https://img1.17img.cn/17img/images/202007/uepic/6ba2022e-1146-4803-bb6b-fd8a05e3dd23.jpg" title="图片2.png" alt="图片2.png" width="550" height="473" border="0" vspace="0"//pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 0em text-align: center "图3. 共聚焦侧向分辨率与针孔大小的关系。在针孔小于1AU的情况下，针孔越小分辨率越高。（图片来源于网络）/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "由于上述方法在实际使用时会大大降低光效率，无法对较弱信号实现超高分辨率成像。近几年来，基于这种分辨率提高方式也有两类商业化产品推出，一是基于阵列检测器的Airyscan技术，它利用带有32 个同心排列的检测元件一次性采集1.25 AU的信号。单个检测元件可以检测0.2AU左右的信号，在针孔变小和点结构光运算的基础上，成像分辨率和灵敏度都得到了明显地提高。另一种是基于转盘共聚焦的超高成像技术，以yokogawa的为例，这种技术并通过光学变倍达到针孔信号扩束的效果并采用点结构光运算，提高分辨率。/pp style="text-align: center"img style="max-width:100% max-height:100% " src="https://img1.17img.cn/17img/images/202007/uepic/b38871c2-288c-4a52-9dfb-268d2f546adf.jpg" title="图片3.png" alt="图片3.png"//ppbr//pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-align: center text-indent: 0em "图4. （a）Airyscan检测器示意图[13]。（b）Sora转盘共聚焦示意图。br/（右图来源于网络）/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "这两种技术总体上来说分辨率相当，在120-150nm左右，去卷积处理后都可以进一步改善图像分辨率和信噪比；相较而言，Airyscan对弱信号更加灵敏，而基于Sora等技术的成像速度更快。/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "strong（3）基于结构光照明的超高技术/strong/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "1995年，早在SIM的概念提出之前，Guerra便通过光栅旋转的方式得到了更高分辨率的图像，随后的研究发现通过类似照明手段和傅立叶变换的方法可以收集到观察区域外的频域信号从而能够重构出更高分辨率的图像。这种光学成像技术近年来发展迅速，目前已经有更多的照明方式和相应算法出现，而这种成像方式也融合到多种成像技术中用以提高成像的效果，可以提高荧光显微镜、全内反射显微镜、光片显微镜等成像技术的分辨率。span style="text-align: center text-indent: 0em " /span/pp style="text-align: center"img style="max-width: 100% max-height: 100% width: 550px height: 257px " src="https://img1.17img.cn/17img/images/202007/uepic/7109771f-658b-4344-8c6b-c0cd3f924fea.jpg" title="图片4.png" alt="图片4.png" width="550" height="257" border="0" vspace="0"//pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 0em text-align: center "图5. 光栅式结构光照明荧光显微镜技术重构示意图。（a）宽场荧光显微镜成像结果。（b）结构光照明成像结果，箭头部分指的是高频信息。（c）经过获取不同格栅位置的图像计算得出七个不同组分的高频信息。（d）将七组分拟合得到包含高频信息的高分辨率图像。（图像来源于网络）/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "目前商用的SIM技术主要集中在荧光显微镜和全内反射显微镜，分辨率为100-120nm之间，对样品折射率和样品厚度有一定的要求，广泛应用于活细胞成像中。/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "strong（4）基于受激辐射损耗的超高技术/strong/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "除了前面提到的缩小针孔之外，使用受激辐射的方法将埃里斑变小也可以进一步地提高分辨率，这种方法也被称为受激发射损耗（STimulated Emission Depletion，STED）显微镜。受激辐射，即处于激发态的发光原子在恰好是原子两能级能量差的外来辐射场的作用下，发出与外来光子的频率、位相、传播方向以及偏振状态全相同的光子的现象。由于这种现象造成原荧光发射波段信号被擦除的效果，甜甜圈形状的同心圆受激辐射光使得荧光光斑变小，从而进一步得提高了分辨率。/pp style="text-align: center"img style="max-width: 100% max-height: 100% width: 550px height: 179px " src="https://img1.17img.cn/17img/images/202007/uepic/a73facd6-7365-4a21-850a-29e376cf2f9a.jpg" title="图片5.png" alt="图片5.png" width="550" height="179" border="0" vspace="0"/span style="text-indent: 0em " /span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 0em text-align: center "图6. STED成像方式示意图。（a）STED成像中用于激发光的光斑。（b）STED成像中用于受激辐射的光斑。（c）实际成像过程中的光斑。（图像来源于网络）/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "十几年以来，这种成像技术发展迅速，cwSTED、gated STED、3d STED、MINFLUX等技术的出现，使得STED成像光漂白更小、3D成像效果更好也更加易用。相较于Airyscan和Sora技术，STED样品的优化对于成像效果影响明显。结合去卷积算法，一般生物组织样品的分辨率可以达到40-60nm。但是，STED样品经常需要对荧光探针和制样方法进行优化，尤其在进行多通道成像和Z-stack成像时。/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="color: rgb(192, 0, 0) "strong结语/strong/span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "结合平时的应用，针对生物组织样品成像中常见的几种商业化超高分辨率技术做了简要综述。超高分辨率技术发展迅速、种类繁多，每一种超高成像技术都有明显的优势和短板，因此针对不同的应用目的做出相应的选择对于用户而言非常重要[14]。希望此次分享，能够为其他用户提供参考。/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "strongspan style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "参考文献：/span/strong/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[1] Herschel, J. F. W. (1828). Treatises on physical astronomy, light and sound contributed to the Encyclopaedia metropolitana. R. Griffin./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[2] Airy, G. B. (1835). On the diffraction of an object-glass with circular aperture. TCaPS, 5, 283./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[3] Abbe, E. (1873). Beiträ ge zur Theorie des Mikroskops und der mikroskopischen Wahrnehmung. Archiv fü r mikroskopische Anatomie, 9(1), 413-468./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[4] Rayleigh, L. (1896). L. Theoretical considerations respecting the separation of gases by diffusion and similar processes. The London, Edinburgh, and Dublin Philosophical Magazine and Journal of Science, 42(259), 493-498./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[5] McNally, J. G., Karpova, T., Cooper, J., & Conchello, J. A. (1999). Three-dimensional imaging by deconvolution microscopy. Methods, 19(3), 373-385./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[6] Wang, H., Rivenson, Y., Jin, Y., Wei, Z., Gao, R., Gü nayd?n, H., ... & Ozcan, A. (2019). Deep learning enables cross-modality super-resolution in fluorescence microscopy. Nature methods, 16(1), 103-110./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[7] Egner, A., Verrier, S., Goroshkov, A., Sö ling, H. D., & Hell, S. W. (2004). 4Pi-microscopy of the Golgi apparatus in live mammalian cells. Journal of structural biology, 147(1), 70-76./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[8] Gustafsson, M. G. (2000). Surpassing the lateral resolution limit by a factor of two using structured illumination microscopy. Journal of microscopy, 198(2), 82-87./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[9] Willig, K. I., Rizzoli, S. O., Westphal, V., Jahn, R., & Hell, S. W. (2006). STED microscopy reveals that synaptotagmin remains clustered after synaptic vesicle exocytosis. Nature, 440(7086), 935-939./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[10] Xue, Y., & So, P. T. (2018). Three-dimensional super-resolution high-throughput imaging by structured illumination STED microscopy. Optics express, 26(16), 20920-20928./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[11] Rust, M. J., Bates, M., & Zhuang, X. (2006). Sub-diffraction-limit imaging by stochastic optical reconstruction microscopy (STORM). Nature methods, 3(10), 793-796./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[12] Betzig, E., Patterson, G. H., Sougrat, R., Lindwasser, O. W., Olenych, S., Bonifacino, J. S., ... & Hess, H. F. (2006). Imaging intracellular fluorescent proteins at nanometer resolution. Science, 313(5793), 1642-1645./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[13] Huff, J. (2015). The Airyscan detector from ZEISS: confocal imaging with improved signal-to-noise ratio and super-resolution. Nature methods, 12(12), i-ii./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 2em "span style="font-size: 14px font-family: 宋体, SimSun "[14] Schermelleh, L., Ferrand, A., Huser, T., Eggeling, C., Sauer, M., Biehlmaier, O., & Drummen, G. P. (2019). Super-resolution microscopy demystified. Nature cell biology, 21(1), 72-84./span/pp style="margin-top: 10px margin-bottom: 10px line-height: 1.5em text-indent: 0em text-align: right "作者：李晓明 上海科技大学生命科学分子影像平台/ppbr//p

p　　CT、磁共振，几乎是苏州各大医院的“标配”医疗器械，凭借这些先进的设备，医生能够快速、准确地诊断患者的病症。br/br/　　不知道患者们在接受检查时，有没有留意过这些医疗器械上的LO-GO——如果他们留意，会发现这些医疗器械的LOGO几乎全是英文字母——目前中国医疗机构使用的绝大多数大型高档医疗器械，都依赖于进口，这些“洋机器”高昂的价格，在一定程度上增加了中国患者的经济负担。br/br/　　在苏州医工所，中国医疗器械市场“洋垄断”的尴尬局面正在被打破，他们自主研发的一些设备，已经达到并正在超越世界巨头的水平。医工所所长唐玉国梦想着：在未来的某一天，我国的老百姓去医院就医的时候，用上的都是苏州医工所自主研发和生产的医疗仪器，产品性能优于国外同行，价格还便宜很多。br/br/　　美国的“GPS”曾经垄断了中国的卫星导航市场，直到几年前中国自己的北斗卫星导航系统横空出世。br/br/　　而目前，另一个“GPS”在中国仍处于垄断地位——GE （通用电气）、PHILIPS（飞利浦）、SIEMENS（西门子）等外资巨头生产的CT类、磁共类、核医学类以及血管造影类等大型高精尖医疗器械，牢牢地占据着全国的医疗系统。br/br/　　在苏州科技城科灵路边上一个外观低调的灰色建筑群里，一个400多人的科技创新团队正铆足了劲，向以“GPS”为代表的国际医疗器械巨头发起挑战，这里就是中国科学院苏州生物医学工程技术研究所（简称“苏州医工所”），中科院旗下唯一以医疗仪器为主要研发方向的国立研究机构。br/br/　　“我们要耐得住寂寞，沉下心来踏踏实实地工作。我相信，在不久的将来，中国的医生将用中国人自己研发的医疗器械造福人民。”苏州医工所所长唐玉国说。br/br/strongspan style="color: rgb(0, 112, 192) "尴尬：高端医疗器械遭遇“洋垄断”/span/strongbr/br/　　科技城医院，苏州最年轻的三甲医院，拥有各种高科技医疗设备。“我们在医疗设备上总共投资了2亿多元，”该院相关负责人介绍，但其中高端大型设备几乎全是进口的、贴着“GPS”的标签，“作为一名中国医生，我觉得有些悲哀。”br/br/　　科技城医院只是全国医疗机构的一个缩影。span style="color: rgb(0, 112, 192) "据统计，我国约80%的CT市场、90%的超声波仪器市场、85%的检验仪器市场、90%的磁共振设备、90%的心电图机市场、80%的中高档监视仪市场、90%的高档生理记录仪市场被外资企业垄断。/spanbr/br/　　2008年9月，时任中国科学院长春光学精密机械与物理研究所光栅技术研究室主任、国家光栅制造与应用工程技术研究中心常务副主任的唐玉国，被委派到苏州参与筹建医工所，经过4年的努力，2012年11月26日，苏州医工所通过了验收，正式成为了中科院序列的研究所。br/br/　　苏州医工所定位于“面向生物医学的重大需求，开展先进生物医学仪器、试剂和生物材料等方面的基础性、战略性、前瞻性的研究工作，引领我国生物医学工程技术的发展，建成医疗仪器科技创新与成果转化平台”。br/br/　　完成了筹建工作后，唐玉国留在了苏州，担任医工所所长。br/br/　　“简而言之，苏州医工所的主要使命是破解中国医疗器械行业自主创新能力弱、高端医疗器械依赖进口的尴尬。我们要全力以赴培养自己的人才，研发自己的产品，从而打破国外巨头的技术垄断。”唐玉国说。br/br/strongspan style="color: rgb(0, 112, 192) "曙光：“中国之光”撕开垄断“夜幕”/span/strongbr/br/　　苏州医工所的主要攻关方向是医用光学类器械、临床检验器械和康复类器械。br/br/　　“CT、磁共振被‘GPS’垄断，高端显微镜则被‘LZO’垄断——徕卡、蔡司、奥林巴斯。”唐玉国说，长期以来，我国高端显微光学仪器全部依赖进口，这已经成为制约我国前沿科学研究和科研仪器行业发展的“瓶颈”。br/br/　　“要挑战，就要挑战国际顶级权威。”唐玉国和他的团队直接瞄准了“LZO”，2010年，苏州医工所启动了超高分辨率显微镜的研制专项。br/br/　　研发高端显微镜最难的是镜头。唐玉国说，这种镜头的分辨率要达到纳米级（1纳米等于10亿分之一米），由10多块镜片组成，能够看清人的脑神经结构。br/br/唐玉国坚信“德国人、日本人能做到的，中国人也能做到，而且会做得更好”。“5+2”、“白+黑”，唐玉国和他的伙伴们拼命工作，他的头发在短短的几年中熬得花白了。br/br/　　两年多后，苏州医工所成功地研发出能够媲美“LZO”的超高分辨率镜头，“超高分辨率镜头和我们独到的电子学软件相结合，我们的超高分辨显微镜，在检测速度上比徕卡的同类产品快1-2倍，”唐玉国自豪地说。br/br/　　在超高分辨率显微镜的研发过程中，苏州医工所还收获了“副产品”——显微镜中有一个部件叫样品载物台，以前，国产的一个售价9万，奥林巴斯生产的一个售价几十万，但国产的质量远远不如奥林巴斯，于是，苏州医工所的科研人员“顺便”研发出了和奥林巴斯同级别的产品。br/br/　　span style="color: rgb(0, 112, 192) "如今，苏州医工所的共聚焦显微镜已经进入工程化；STED显微镜已经完成原理样机，实现超分辨成像，分辨率达到50纳米；完成了3套完整的双光子生物在体功能显微成像系统样机的研制和指标测试。这些项目使我国一举走到世界高端光学显微镜研制的前列。/spanbr/br/　　苏州医工所研发的超高分辨率显微镜系列产品，被命名为“中国之光”，这个名字有两重寓意：第一，它是中国人自己研发的；第二，它就像一束曙光，刺破了国外巨头垄断的“夜幕”。br/br/　　如今，“中国之光”已经进入国内的多家科研机构和医院，并出口到以色列、德国、美国。br/br/span style="color: rgb(0, 112, 192) "strong梦想：中国人用的医疗器械“苏州智造”/strong/spanbr/br/　　超高分辨率显微镜的成功，只是苏州医工所打破国外巨头垄断的开端。br/br/　　span style="color: rgb(0, 112, 192) "2015年，苏州医工所又成功研发了拥有10多项国家发明专利和实用新型专利的流式细胞仪。/span流式细胞仪是一种综合了激光技术、计算机技术、流体力学、微弱信号处理技术、细胞化学和生物探针技术等众多领域先进技术和成果的高科技仪器，它可以对细胞的生物物理和生物化学性质（如大小、内部结构，DNA、RNA、蛋白质、抗原等）快速测量并可以分类收集，速度可以达到每秒10000个细胞的多参数高通量测量，被誉为“细胞CT”。br/br/　　当前的国内流式分析仪器市场主要由BD、beckman两大公司占有。span style="color: rgb(0, 112, 192) "苏州医工所研制的流式细胞仪是我国第一款面向个性化普及应用的轻便型产品，目前已进入产业孵化阶段。/spanbr/br/　　苏州医工所还成功研发了目前世界上最小的超声探头，其体积和一粒米差不多，可以直接插进人体血管，这项成果，震惊了世界医疗器械巨头们。br/br/　　在“GPS”所垄断的领域，苏州医工所也有所突破，他们设计了全球首款坐式脑部磁共振仪，即将投入样品制造阶段；他们正在研发专用肺CT、手术机器人……苏州医工所的目标是，到2022年能够在一两个领域处于国际领先地位，10-20种产品投入实际使用。br/br/　　唐玉国有一个梦想：在未来的某一天，我国的老百姓去医院就医的时候，用上的都是苏州医工所自主研发和生产的医疗仪器，产品性能优于国外同行，价格还便宜很多。br/br/span style="color: rgb(0, 112, 192) "strong建言：创新“高峰”需要才与财做基础/strong/spanbr/br/　　作为省党代会的代表，去年11月，唐玉国和省委书记李强坐在一起，探讨创新话题，关于李强对苏州提出的“创新四问”，唐玉国有着自己的独特见解。br/br/　　“人才是创新的基础，没有人才，一切都是空谈。”苏州医工所筹建之初，唐玉国手下只有十几个刚刚毕业的研究生，在他的努力下，十几位“中科院百人计划”专家陆续从欧美来到了苏州医工所，苏州医工所还聘请了德国慕尼黑工业大学神经科学研究所所长和其团队来苏州工作。除了全职引进国外团队，还大胆尝试以“半入职”形式引进国外科技人才，在与一名剑桥大学的博士后谈合作时，唐玉国干脆要求他一年只需要三个月到苏州医工所工作，其他时间可以在英国。截至2016年5月底，苏州医工所拥有“千人计划”专家5人，“万人计划”专家1人，“百人计划”专家14人，江苏省双创人才14人，中科院“青年促进会会员”8人；研究员35人，副研究员50人；高访、客座25人；在学研究生141人。有了人才，苏州医工所在短短几年内发展突飞猛进，“江苏省医用光学重点实验室”、“中国科学院生物医学检验技术重点实验室”等省级和国家级的实验室纷纷建立。唐玉国认为，苏州目前创新人才集聚度不够，政府应该重视人才“造血”，下功夫培养本土创新人才。br/br/　　唐玉国认为，科技创新还必须要有坚实的资金后盾，政府应该在这方面舍得投入。他告诉记者，苏州医工所的重大创新成果，基本上是用钱“砸”出来的，仅超高分辨率显微镜一个项目，国家财政部就“砸”了2亿多。“苏州在科技创新方面‘有高原没高峰’，我觉得政府只要舍得‘砸钱’，是可以‘砸’出高峰来的。”/p

荧光显微成像技术对人们理解神经科学起了非常关键的作用。而最近一些年出现的各种超分辨显微成像技术和专门的荧光探针能够以超过以往普通光学显微镜的分辨率直接观察神经元亚细胞结构和蛋白质排列。并以直观可视方式揭示了神经细胞骨架组成、分布、运动和膜蛋白信号传导、突触下结构和功能，以及神经元−胶质细胞相互作用。同时超高分辨显微成像技术（Super Resolution,SR,下文中出现SR均指超高分辨率显微成像技术）对于许多自身免疫和神经退行性疾病模型中的分子靶点研究也提供了全新的强大工具。今年春，Werner等科学家在美国化学学会会刊（ACS)上最新发表了一篇综述，比较详实系统介绍了超高分辨率显微技术在神经科学上的最新应用进展。我们在此文基础上进行了编译整理。因文章较长，我们将分三期陆续介绍。本期介绍第一部分。1. 背景介绍成像技术是推动生命科学几乎所有学科基础研究的核心平台。在神经科学领域，近几十年来，共聚焦显微镜技术已成为分析神经组织的标准荧光成像技术。激光扫描共聚焦显微镜对固定的神经元样本进行观察，在扫描水平上提供了三维和多色图像并使单个细胞达到树突结构的分辨率。作为补充，电子显微镜（EM）用于获取神经元和亚区室超微结构的信息，并用于大脑的连通性分析。EM非常适合于神经元突触和囊泡、细胞器和膜构象的结构分析。然而，由于靶向特异性标记方法的局限性，基于EM的复杂样品中蛋白质和特定电子密度特征的识别受到限制。为了进一步理解神经元功能，包括双光子显微镜在内的几种活体视频显微镜应用的发展使神经元细胞培养的活细胞成像、器官型切片培养和动物模型的活体成像成为可能。同时，新的荧光染料、功能探针和荧光蛋白以及光遗传学方法和光驱动（如笼状化合物）不仅可以表征神经元，还可以操纵神经元及其从单分子水平到整个神经系统的相互作用。然而，荧光显微图像中可见细节的水平，即图像分辨率，仍然受到衍射极限的限制。一个多世纪以来，由λ/2NA定义的阿贝衍射极限（λ为波长，NA为显微镜物镜的数值孔径）决定了光学显微镜的分辨率极限，限制了两个位置小于200纳米的细节分辨。在过去的二十年中，超分辨显微镜（SRM）已经发展成为一种非常有效的亚细胞水平荧光成像和分辨细胞器结构的研究手段。SRM现在可以提供远低于常规光学显微镜衍射极限的空间分辨率，从而能够深入了解神经元细胞和组织中蛋白质的空间结构和相互作用。本文综述了超分辨显微镜和荧光标记方法及其在神经科学中的成功应用。我们将首先详细介绍各种SRM方法的基本原理、新的功能型荧光探针和标记技术。接着，我们将回顾SRM如何有助于我们理解神经元亚细胞结构和功能以及神经元−胶质细胞相互作用。此外，我们将概述超分辨率成像方法如何帮助研究自身免疫和神经退行性疾病的病理生理学。最后，我们将介绍这些新的成像方法是如何应用于神经精神疾病相关的人类样本的分析。由于该领域持续快速发展，我们最多只能代表一份中期报告。进一步的创新和新的显微镜方法的发展将使人们对神经系统功能有更详细的了解。 2. 神经科学中的超分辨率成像方法2.1. 光学衍射极限及其对神经科学的影响人类大脑包含超过800亿个神经元，每个神经元由数千个突触连接。因此，它构成了复杂神经元网络。这些网络的主要组成部分，例如突触神经末梢，显示的空间维度接近于光学衍射极限分辨率∼200 nm。释放递质的突触活性区（突触前细胞基质的特化区）的直径通常约为300±150 nm。突触小泡作为递质运输和释放的关键元件，其尺寸平均小10倍，直径为40−50nm。这些递质被释放到宽度为20-50nm的突触间隙中−再结合突触后受体。由于衍射极限的尺寸限制，胞吐机制和跨突触信号在传统的光学显微镜下基本上是无法观测到的，因此需要用提高10倍分辨率的方法进一步研究。（图1）。图1. 兴奋性突触结构组成。左图为兴奋性突触的油画示意图，右图为左图的灰度图像，其中浅紫色圆圈为衍射极限光斑；玫红色圆圈为兴奋性突触囊泡，约40-50nm；绿色为突触后膜AMPA受体，尺寸小于10nm；黄色部分为突触间隙，约20-30nm。 此外，大量参与突触信号传导的不同的分子，位于极小的突触内，造成很高的分子分布密度，这对微观研究具有挑战性。例如，对于较小的突触，兴奋性突触可以包含数百个小泡，对于大型苔藓纤维束突触，可以包含数千个小泡，每个小泡包含多达1万到10万个递质分子。在这些囊泡中，约有10±5个与释放部位对接，释放的递质平均与0−20 个NMDA受体和0−200个AMPA受体结合，而这些突触后受体又被320±130个突触后PSD-95密度蛋白分子环绕。由于加速电子的波长要短得多，因此EM是唯一能够解析突触纳米级结构的方法。然而，虽然传统的EM产生的电子密度图像具有极好的超微结构分辨率，但需要进行固定和靶向特异性标记的制样方法在很大程度上限制了蛋白质识别和神经元追踪。荧光显微镜可以很容易地对蛋白质进行选择性标记，但是受制于可见光的衍射（400−700 nm）使生成的图像无法实现对纳米结构的分析。 2.2.绕开光学衍射极限的光学显微镜方法 20世纪后期，人们开发了新的策略，通过利用物理或化学手段来区分不同荧光团的发射或减少同一时间荧光分子的数量，以尽量绕过衍射极限。减少荧光团的点扩散函数（PSF）的重叠可以通过生成光图案在集合级别以确定性方式进行，或者通过减少同一时间荧光团的数量在单分子水平上以随机方式进行。在下文中，我们将从确定性集合方法开始介绍，该方法将激光扫描共聚焦显微镜（CLSM）的有效空间分辨率推到理论极限。2.2.1. 确定性集合超高分辨率成像方法（Deterministic Ensemble SR-Imaging Methods） CLSM用针孔探测器阵列替换单点探测器，空间分辨率可以提高√2倍。CLSM测量每个扫描位置探测器每个点的荧光信号。在应用适当的算法后，生成分辨率提升的图像。这些所谓的像素重分配方法包括图像扫描显微镜（ISM）、重扫描共聚焦（RSC）、光学光子重分配（OPRA）、AiryScan和即时结构照明显微镜（iSIM）。对于信号检测，使用了诸如CCD相机、光电倍增管阵列、单光子雪崩二极管阵列和六角光纤束等探测器阵列。结构照明显微镜（SIM）在光路中插入光栅，产生与样品干涉的相干光束，生成横向和轴向方向不同的新照明图案。然后可以使用傅里叶变换提取这种新照明图案的信息，从而在所有三维空间中实现空间频率分解和分辨率倍增。SIM对样品制备的要求最低，并且可使用所有常规荧光探针，这些探针具有最低的光稳定性，并且可以很容易地扩展到多色成像。然而，当记录三维或长时间成像时，强烈建议使用光稳定性更高的荧光团。此外，SIM使用更低的激发强度，因此是活细胞SR实验的理想选择。为了获得更高的分辨率，引入了通过图案化饱和或荧光激发或图案化耗损光开关染料的非线性SIM（NL-SIM）。然而对染料开关特性的苛刻要求限制了NL-SIM在常规生命科学实验中的适用性。非线性SIM单位时间内还需要采集更多的图像，因此实际上仅限于2D成像。另一方面，掠入射（GI）-SIM显示了高达每秒266帧的快速超分辨率成像以及100nm分辨率，揭示前所未有的细胞器动力学细节。结构照明的局限性在于其对波长的普遍依赖性、与其他SR成像技术相比的低分辨率以及对系统稳定校准的需要。最后，后处理需要进行先验质量检查以避免伪影,例如由于高背景信号或不充分标记产生的低对比度图像导致的人工蜂窝图案。通过受激发射耗损(STED)显微镜进行超分辨率成像是一种实现更高空间分辨率的成像方法。这里，高斯分布的激发激光束被中空的甜甜圈样的耗损激光束覆盖，使扫描点外围的荧光团返回基态，这导致纳米级焦点区的直径与耗损光束的强度成反比，耗损光束的强度直接转换为STED显微镜的分辨能力：上图公式中λ为波长，n为折射率，α为物镜的收集角，ISTED为STED光束的照射强度，IS为饱和强度。因此，可以通过改变损耗激光强度来调整分辨率，可定制设计分辨率达30−80nm 的显微镜。STED显微成像可通过连续或脉冲激光激发、门控检测。带有脉冲激光的STED显微镜会降低激发能量，从而减少实时成像中的光毒性效应。STED显微镜中的时间门控检测可以去除荧光团光子到达时间前的空间信息，并且可以在较低的平均功率下工作。商品化STED能提供用户友好的高分辨率成像，无需进一步的数据后处理。活体成像，例如活体树突棘动态成像已经很成熟，但快速动态成像仅限于小帧尺寸，因为它仍然是点扫描方法，高激光强度可能会导致光损伤。STED通过应用自适应照明方式Dymin和rescue技术，可以明显减少光损伤。在Dymin STED中，在共聚焦模式下扫描时确定最低可能的STED光束强度。根据样品的标记密度，这将使STED光束强度降低20到100倍。Rescue STED同样通过减少STED激光开放的区域，从而比普通STED减少光漂白接近8倍。STED的另一个限制是对荧光团光稳定性的依赖，因为在高激光强度下会发生明显的光漂白。这影响了动力学的研究和三维图像的获取。值得注意的是，最近通过使用荧光团标记的寡核苷酸（瞬时结合到连接靶蛋白结合探针的互补寡核苷酸）或非结合荧光团来进行细胞STED成像，从而绕过了STED光漂白问题。这两种方法中，基于DNA互补标记的STED成像和超分辨率阴影成像SUSHI分别通过荧光团标记的寡核苷酸和高浓度的非结合和自由扩散的荧光团不断交换来防止光漂白。SUSHI的方法已经成功地用于活体脑片中细胞外间隙和神经肽的结构解析及其动力学的STED成像。如果使用具有毫秒或更长寿命的两种稳定状态的可逆切换荧光团来代替标准荧光团，则STED强度可以显著降低。可逆饱和切换光学线性荧光转换方法（RESOLFT）已通过可逆可切换荧光蛋白（reFPs）实现，并成功应用于活体海马脑片树突棘的超分辨率成像。2.2.2. 随机单分子SR成像方法（Stochastic Single-Molecule SR-Imaging Methods）上述的确定性方法是通过改变激发模式或相位掩膜来暂时控制荧光发射达到超分辨成像，而基于单分子的定位SR显微镜则是随机地在时间上分离单个荧光团的发射。单分子定位显微镜（SMLM）基于单个荧光团的随机激活，使用配备高灵敏相机（EMCCD或sCMOS）的宽场荧光显微镜进行单分子检测，以及精确的位置测定。通过将理想PSF与实际测量的光子分布拟合来进行分子定位。只要信号来自单个发射区，且单个发射区之间的距离大于显微镜能分辨的最小距离，则通过收集更多光子和最小化噪声，定位的标准误差可以任意小。激活和定位过程重复多次，所有定位最终用于重建超分辨率图像。为了确保在成像的任何时候，只有稀疏的小荧光团以其活性荧光形式存在（开启状态），使用了光开关、光转换、光激活或自发闪烁的荧光团。由于定位精度和最终图像分辨率取决于每次检测到的光子数量，通常采用明亮且稳定的荧光团与1 kW/cm2的辐照强度相结合的方式。根据所使用的荧光团不同，SMLM可达到10−50 nm横向分辨率。光激活荧光蛋白（FPs），自2006年以来已用于光激活定位显微镜（PALM），例如在405 nm的激光照射下可从关闭状态不可逆地转换为打开状态的PA-GFP和PA-mCherry 以及可通过适当波长的激光照射从一种波长状态不可逆地转移到另一种波长状态的光转换FPs，例如MEO。此外，还成功地应用了诸如Dronpa之类的光开关FPs，其在不同激发波长的激光照射下可在非荧光和荧光状态之间可逆地切换。对于活细胞应用，使用荧光蛋白的PALM是首选方法。因为在理想情况下，每个感兴趣的蛋白质都可以用荧光蛋白进行计量标记。然而，荧光蛋白比有机染料表现出更低的光稳定性和光子计数，从而降低了定位精度，并且通常需要更长的采集时间。此外，对于PALM成像而言，融合蛋白通常会过度表达，这可能会导致不真实图像，而用转基因变体替代显示野生型表达和功能的自身蛋白仍然具有挑战性。对于细胞内源性蛋白质的标记，通常使用有机染料的免疫标记。SMLM适用的有机染料必须是光开关、光激活或自发闪烁的，以实现单个染料发射的时间分离，但化学计量标记要困难得多。有机染料通常表现出较高的光子计数和光稳定性，从而使定位精度达到5−10nm。花菁染料Cy5和Alexa Fluor 647可以在荧光开启状态（其典型寿命为10 ms）和非荧光关闭状态（寿命为几秒，利用光开关缓冲液，缓冲液包括PBS，10−100mM硫醇，如ß-巯基乙缅（MEA），酶促氧清除剂，可以有/没有激活染料）之间可逆切换，为随机光学重建显微镜（STORM）和直接型STORM（dSTORM）的发展铺平了道路。近年来，应用于（d）STORM的染料已大大扩展，除了菁染料外，还包括罗丹明和恶嗪染料。有趣的是，最近的研究表明，即使是多个标记的抗体在光开关缓冲液中也呈现出类似于单发射的表现，因此适用于dSTORM实验。光活化染料的作用与光活化荧光蛋白相似。也就是说，它们在被光照射或自发激活之前处于非荧光状态。罗丹明衍生物PA-JF549和PA-JF646以及桥环菁染料Cy5B是已成功用于SMLM的光活化染料。此外，在没有光开关缓冲液的水溶液中，硅罗丹明HMSiR等自发闪烁染料也能应用于SMLM。最近，通过图案化照明方式实现更高的定位精度，单个荧光发射区的定位得到了改进。定位精度取决于信号的大小和强度，可以通过测量的PSF标准偏差的平方除以收集的光子数来估计。然而，包括拟合性能、标记密度、标记误差和显微镜漂移在内的其它参数决定了高定位精度是否可以转化为低于10 nm的空间分辨率。此外，到目前为止，因为SMLM方法成像需要昂贵的仪器和成像者具备广泛的专业知识，这在一定程度上阻碍了其广泛应用。2.2.3. SMLM-点累计纳米成像技术（PAINT，Point Accumulation for Imaging Nanoscale Topography）第一代SMLM技术依赖于荧光团的光开关和光激活，其分辨率需要有效地利用荧光团发出的光子数，而PAINT(point accumulation for imaging nanoscale topography)方法使用活的，与目标区域结构短瞬结合的染料。在成像过程中，被漂白的荧光团可以被成像介质中充足的新鲜荧光团不断置换替补。由于游离染料在采集单个图像帧期间在多个像素上快速扩散，因此它们仅显示为模糊背景且不能准确定位，而结合染料显示为PSF且能准确定位。因此PAINT的第一种方法是将荧光染料（如尼罗红）与细胞膜进行非特异性结合，然后进行光漂白和新的结合。此外，基于蛋白质片段的探针被用于单分子定位标记。在最近的一个研究中，将这种方法与传统的基于phalloidin的肌动蛋白标记方法进行了比较。通过引入通用PAINT（uPAINT）使Ni-Tris-NTA与转基因蛋白质上表达的His-Tags更特异结合，并可用于突触间隙成像。uPAINT也可以应用于其它标记方法，如免疫标记（内源性蛋白抗体、纳米抗体如绿色荧光蛋白）或受体配体结合。为了提高PAINT的适用性和特异性，引入DNA-PAINT方法。它使用长度小于10个核苷酸的短的可控的寡核苷酸链（成像链）瞬时标记其靶结合互补寡核苷酸链（对接链）。成像链与对接链的瞬时结合产生明显的闪烁。因此，荧光团开-关状态之间的切换与其光物理性质不直接关联。DNA-PAINT首先在DNA折纸（DNA-origami）上得到验证。DNA折纸是一种自组装的DNA结构（具有已知的大小），通过侧链和荧光团进行结合，并通过宽场显微镜观察。总的来说，DNA-PAINT是一种易于实现的SR成像标记方法，无需特定光物理特性的荧光团。因为探针可以在一轮结合后，从成像介质中置换补充荧光团，从而避免了光漂白。DNA-PAINT的缺点是图像获取时间长，这是由成像链与对接链的结合和解离速率决定的，以及荧光成像链的纳摩尔浓度引起的背景信号。尽管通过使用优化的DNA序列和缓冲条件，以及使用串联的周期性DNA结构域或通过短肽的卷曲螺旋相互作用（称为“Peptide-PAINT”），可以加快采集速度，但还是要利用全内反射荧光（TIRF）（仅限于对靠近盖玻片结构进行成像的特点），才能更好地减少成像链的背景信号。另一方面，基于DNA的探针提供了序列成像复用的明显优势，如Exchange PAINT中所述，已成功用于小鼠视网膜切片中多个结构的成像（图2）。Exchange PAINT的概念也被推广到dSTORM、STED、SIM和更传统的衍射限制的宽场和共聚焦荧光显微镜。最近，通过一种称为PRISM(probe-based imaging for sequential multiplexing)的基于DNA-PAINT的成像方法，实现了高达10个神经元蛋白质的分辨率约为20nm的多通道成像。该方法使用了低亲和力成像探针，该探针与突触、肌动蛋白和微管一抗上的对接链结合。图2 原代神经元中多个神经元靶点的多标Exchange-PAINT成像。（A）DNA-PAINT顺序成像的四种突触蛋白的超分辨图像：圆圈表示漂移校正的基准点；（B）为（A）中不带*的感兴趣区域的高放大倍率图和超分辨图像。（C）为（A）中带*的感兴趣区域的超分辨结果及单通道图像。2.2.4. 定量SMLM如果每个目标分子都可以单独标记和定位的话，与所有其他超分辨率成像技术相比，SMLM还可以提供有关分子分布和分子绝对数的单分子信息。然而，内源性蛋白质的定量免疫标记仍然是一个挑战，并且多标记抗体的不同定位数目也会使数据解释复杂化。另一方面，达到内源性表达水平比较困难，另外FPs蛋白成熟缓慢也同样会令定量化困难。然而，可以通过设计专门的对照实验估计拷贝数，并提取出有关生物目标结构分子的真实信息。借助合适的算法，SMLM可以提供有关拷贝数、聚类、共定位和复杂化学计量的数据，用于定量模型的生成和模拟。此外，还可以通过将突触结构信息与其功能关联来实现量化，例如膜片钳神经元的生物细胞素标记。例如，通过对链霉亲和素标记后膜片钳神经元进行STORM成像，结合CB1受体的免疫标记，然后在GABA能的海马轴突终端内定量，研究了内源性大麻素信号。本研究发现，与树突投射型中间神经元相比，胞周投射型中间神经元具有更高的CB1受体密度和更复杂的活动区。通过免疫标记和dSTORM研究了黑腹果蝇神经肌肉连接处内源性Bruchpilot（Brp）分子的数量。利用抗体滴定实验，确定了野生型神经肌肉连接处活性区细胞基质中Brp蛋白的数量为137个，其中四分之三以约15个七聚体簇状排列结合从相同组织样本记录的电生理数据，研究Brp如何组织控制活动区功能。利用DNA纳米结构作为校准，每个活性区Brp蛋白的数量估计通过定量DNA-PAINT（qPAINT）实验证实。此外，定量dSTORM实验表明，每个活性区Brp蛋白的数量和分布受突触标记蛋白-1的影响，这说明突触活性区递质释放的复杂性。在最近的一项研究中，使用Alexa Fluor 532和Alexa Fluor 647免疫标记的双色dSTORM已用于小鼠小脑平行纤维活性区中代谢型谷氨酸受体4（mGluR4）的定量研究（图3）。该研究还使用抗体滴定实验估计每个活性区平均包含约35个mGluR4分子，并排列在小纳米结构中。此外，mGluR4通常在munc-18-1和CaV2.1通道附近被发现，这支持了mGluR4与这些蛋白质相互作用以调节突触传递的观点。图3小鼠脑片中代谢型mGluR4受体定位定量双色dSTORM。上图：mGluR4和Bassoon免疫染色的小脑冠状切片的dSTORM图像，作为活性区参考。与宽场显微镜结果的比较。（A）DBSCAN聚类算法定义了近距离的En face活性区表面积（灰色）和mGluR4信号（品红）。（B）活性区大小的频率分布直方图（C）mGluR4信号到突触和突触外区域的映射。（D）通过Ripley H函数分析评估Bassoon和mGluR4的聚集分布。与随机分布的分子（蓝色、灰色）进行比较。虚线表示Ripley分析的最大值。这些研究显示了定量SMLM在神经科学研究中的潜力。可以预见，定量SMLM的进一步发展将为突触前和突触后蛋白质的功能关系，及其组织和结构的研究提供更有价值的信息。2.2.5. 组织三维（3D）SMLM虽然SMLM方法实现了仅几纳米的非常高的水平定位精度，但它需要特殊的方法来打破图像平面上方和下方PSF的对称性，来实现高轴向定位精度。实现高轴向定位精度的两种方法是PSF重塑和多焦面检测，通常用于在3D中精确定位荧光团。在SMLM中最常用的方法是通过在成像路径中插入单个柱面透镜从而不对称地扭曲PSF，利用光学像散原理来实现三维定位。基于像散方法的3D dSTORM技术还可以与光谱拆分相结合，对COS-7细胞中的网格蛋白表面小窝成像。像散引起的畸变程度由荧光团的轴向位置决定，因此可用于轴向位置计算。例如，3D散光SMLM已用于确定抑制性突触后密度区gephyrin蛋白和受体复合物的分布和拷贝数，或突触前活动区和突触后密度区各种成分的空间关系。采用双物镜像散成像方案，通过3D SMLM研究组织中肌动蛋白、血影蛋白和其他相关蛋白的结构，发现这些蛋白在轴突中形成190nm的周期性环状结构。替代方法包括使用相位掩模、变形镜实现双螺旋、四足或鞍点PSF重塑，和双焦面成像方法实现更大的轴向范围，并已成功应用于不同的应用中。为了在2D和3D中定位单个荧光发射区，已经开发了不同的算法和软件工具。在最近的一次综述中，列出了不同3D SMLM方法获得的水平和轴向分辨率，以供比较。然而，到目前为止，大多数SMLM研究都是在培养细胞上进行的。培养细胞具有相对简单的样品制备和成像要求，例如焦平面上下荧光分子的背景信号较低或没有。而脑片更具挑战性，因为它们在焦平面上下表现出高密度的神经元结构和潜在的高荧光背景，由此产生的低信噪比对于成像来说是一个障碍，会直接影响单分子定位的精度和准确性。此外，脑片必须具有足够的渗透性，以实现有效的免疫标记，而不损害组织结构。除了超微结构保存外，对几十微米厚的脑片进行均匀标记也仍然是一个挑战。因此，最初的尝试是将组织切成薄片，以便于标记。然而，将多个切片进行三维重建也仍然具有挑战性。为了保存好抗原表位，在切割成超薄切片进行SMLM成像之前，需要对组织进行解剖、固定以及免疫标记、后固定、脱水并包埋在环氧树脂中。而且，3D SMLM只能对靠近盖玻片的脑片的一个轴向平面进行成像。如果背景信号和散射太强，也可以使用组织透明化方法和基于光片的照明方法进行SR成像。另一个导致较厚脑片的3D成像不可靠的原因是光学畸变引起的单个荧光团PSF变形和模糊。通常应用自适应光学恢复PSF，使各神经元能够更精确地成像。为了进一步提高基于自适应光学的SR成像的性能，需要将其与自适应PSF重塑相结合。例如，在30μm厚的阿尔茨海默病小鼠模型脑片中，通过同步校正样品引起的畸变并且生成一致的PSF，可以重建纤维淀粉样蛋白斑块的精细细节。荧光团的3D位置也可通过PSF内产生的自干涉精确确定，并已成功用于轴向深达50μm的 SMLM。 3.膨胀样品显微成像技术（EXM）2015年，Ed Boyden及其同事描述了另一种绕过荧光显微镜分辨率极限的创新策略，称为膨胀样品显微成像技术（ExM）。ExM的原理是将蛋白质连接到带电荷的聚丙烯酰胺凝胶中，然后使用蛋白酶进行轻微的机械破坏，然后让其在水中膨胀，从而实现样品的物理放大。最初的方法是将三功能连接体交联到凝胶基质上，将标签信息转移到凝胶上。图4 结合ExM和晶格光片显微镜（LLSM）可观察大量神经元分子组装细节。左上图：概图；右上部位：海马CA1锥体神经元的投射；右下部位：神经元胞体；中下部位：小鼠大脑，通过Thy1 EYFP信号和突触蛋白免疫组织染色进行皮质树突棘成像；左下部位：果蝇投射神经元（PN）束的多样性。左上部位：果蝇中枢复合体PN的神经元追踪。中心部位：果蝇多巴胺能神经元的全脑成像。下图：成年果蝇大脑所有33个脑区的多巴胺能神经元相关Brp信号（体积密度）定量图（nc82抗体免疫染色，绿色曲线=与多巴胺能神经元相关的nc82斑点百分比）。右上图：沿着皮质层I至VI（顶部，最小强度投影）的初级躯体感觉皮层中的Homer 1点密度和25μm×50μm×50μm跨皮质的Homer 1点累积数量。请注意，在第二层/第三层和第五层中，Homer 1的密度较高。三功能连接体含有甲基丙烯酰基团、荧光标记和寡核苷酸，它与连到蛋白质标记的抗体的互补寡核苷酸杂交。将免疫染色的细胞或组织包埋在单体溶液中后，添加含有丙烯酸钠（凝胶高吸水性树脂）的共聚单体丙烯酰胺和交联剂N，N′-亚甲基双（丙烯酰胺）。这些单体组分和位于目标上的甲基丙烯基在高温下聚合，使用四甲基乙二胺(TEMED)作为催化剂，过硫酸铵(APS)作为聚合引发剂。荧光标签通过锚定在凝胶中的特定位置而在空间中固定，并且其位置可以在蛋白酶的化学预处理和水中透析后延伸构象进行物理膨胀。最初使用ExM产生了一个100倍的体积膨胀和目标分子间的4−5倍距离的线性增加。使用常规共聚焦显微镜对其成像，SRM横向分辨率可达到70 nm，轴向分辨率可达200 nm。在随后的几年中，通过使用交联分子如MA-NHS和acryloyl-X将蛋白质锚定到凝胶基质上，开发了改进proExM方法，使用常规荧光团就可保留蛋白质表位。为了避免自由基起始剂对荧光团的影响，设计了新的方法如蛋白质组放大分析（MAP），与SDS结合热介导变性，实现膨胀凝胶的后标记。此外，通过引入三功能连接体，它们能够在聚合、消化和变性后存活，并能够将目标分子和官能团直接共价锚定到水凝胶中，以实现膜和细胞骨架的SR成像。有研究显示，一些荧光团与激动剂发生反应。例如，因为菁染料在样品制备过程中几乎消失，因此不适合用于ExM标记，而其他荧光团如Alexa Fluor 488、CF和Atto染料在ExM处理流程后仍然能发射足够的光子。此外，生物素−亲和素信号放大和交换反应信号放大免疫染色技术(Immuno-SABER)可以有效提高信噪比和对大量目标蛋白进行成像。最近的研究表明，可以通过优化Ultra（U-ExM）的流程保留中心粒的超微结构细节。U-ExM启发于MAP方法，该方法允许膨胀并使用低甲醛和丙烯酰胺浓度交联蛋白质（保留样品的超微结构细节）后进行标记。U-ExM已经成功地用于揭示以前只有电镜才能获得的中心粒的超微结构细节。通过使用不同的单体和引发剂组合，Truckenbrodt及其同事设计了一个对常规培养细胞甚至神经元进行10倍体积膨胀的方案，即通过二次凝胶进行迭代ExM制样，多次嵌入不同的单体（而这些单体又可以通过使用高摩尔氢氧化钠去除）从而达到高达53倍的膨胀系数。应用此方法，可以从突触后支架蛋白中清晰看到位于突触间隙内的膨胀13倍的蛋白，例如神经递质受体GluR1和GABAARα1/α2。如今，ExM已成功用于培养细胞、原代神经元和组织中的蛋白质、RNA、真菌、病理标本和细菌的超分辨率成像。4倍膨胀的ExM已经与晶格光片显微镜相结合，以60×60×90 nm的分辨率对整个果蝇大脑中多种蛋白质之间的纳米级结构进行成像（图4）。为了进一步提高分辨率，ExM已成功地与SRM方法相结合。例如，ExM与SIM相结合到达20nm的空间分辨率，观察果蝇中的联会复合体和小鼠精母细胞。在细胞培养样品中进行多表位标记后，与传统荧光显微镜相比，使用STED结合ExM可使分辨率提高30倍。此外，使用NHS染料对所有蛋白进行标记，然后进行迭代ExM，可以对高蛋白密度的结构或细胞器（如线粒体），实现与EM相比具有更高对比度的超微结构细节。为了在分子尺度上进行成像，ExM与SMLM方法（如dSTORM）相结合是一个理想的选择。然而在含有硫醇和盐的传统光转换缓冲液中，会发生荷电氢凝胶收缩。可通过使用低离子强度缓冲液或加入中性溶液使凝胶稳定以避免收缩。另一种策略是使用自发闪烁的荧光团（如HMSiR）在水中进行SMLM。通过Ex-dSTORM实现分子分辨率的关键是膨胀后标记，这增加了表位可及性，从而提高了标记效率并减少了标记错误。Ex-dSTORM超分辨成像已成功应用于原代细胞和神经元中微管和中心粒结构的解析。

p　　俄罗斯托木斯克理工大学、圣彼得堡国立信息技术、机械与光学大学(ITMO )、英国班戈大学、以色列本· 古里安大学的联合研究团队获取了一种新型人造弯曲光束，学者们称之为“光子钩”。此前，科技界仅知道一种艾里弯曲光束。“光子钩”可以用于显微镜学以获取超高分辨率图像，科学家们表示它可以作为纳米粒子的操纵者并移动它们。研究结果发布在《Optics Letters》(IF 3.416 Q1)和《Scientific Reports》(IF 4.259 Q1)杂志上。/pp style="text-align: center "img src="http://img1.17img.cn/17img/images/201806/insimg/b060d960-7e2c-4dde-a5c4-2ca6501025de.jpg" title="1.png"//pp style="text-align: center "艾里弯曲光束/pp　　已知的艾里弯曲光束中，光是以抛物线形式传播的。科学家们认为，这种光束的获取和在显微镜中的使用均极其复杂。以前人们普遍认为，除了艾里光束，其它类型的弯曲光束是不存在的。现在科学家们成功获得了新的弯曲光束，并对光子射流基弯曲光束制取原理申请了专利。/pp　　在《Optics Letters》杂志上发表的相关文章里描写了“光子钩”的特性。为了在实验中获取光束，使用了带对接棱镜的立方体颗粒。当光束辐射在颗粒末端时，棱面及颗粒内部就会产生衍射。由于棱面内部和棱面附近相速度的差异，会形成下降波峰，它们聚集在电介质颗粒粒子的出口处。由于一个棱面是倾斜的，所以波与波之间互相干扰，在局部区域获取弯曲光束。弯曲光束可以在光压作用下实现纳米粒子的移动，越过障碍物。/pp　　新型弯曲光束在生物学、医学及其新材料制造中的细胞操纵领域拥有广泛的应用前景。ITMO纳米光机械学的课题组完成了上述弯曲光束制取过程的数学模拟。/p

1GHZ——超高分辨率光谱仪的新突破 --- 基于ZOOM超高分辨率光谱仪 摘要：近日，Resolution Spectra System 公司推出一款超高分辨率光谱仪：1GHZ-ZOOM Spectrometer. 这款光谱仪可以说是目前市场上绝无仅有的一款超高分辨率光谱仪（1GHZ），它具有其他光谱仪无法匹配的优良特性：高分辨率（1GHZ）、 SWIFTS Technology 、30KHZ测量速率、体积小、终生仅需一次校准。 ZOOM Spectrometer 不同于现在市场上的光谱仪，它是第一个也将是仅有的一个采用SWIFTS Technology技术的高性能光谱仪供应商（上海昊量光电设备有限公司-中国代理商），它的核心技术是SWIFTS Technology,即采用目前世界上先进的光波导技术（如图1）来替代传统的光栅元件。这样，光谱仪内部不再包含可移动的元器，也确保了波长的绝对精确性（终生仅需校准一次，可充当波长计来使用）。 图1 SWIFTS 芯片（光波导技术） 此前Resolution Spectra System公司已经相继推出多款高分辨率光谱仪： （1） WIDE Spectrometer（6GHZ） 宽带高分辨率光谱仪 （7-20pm）（2） MICRO Spectrometer（6GHZ） 高性价比超高分辨率光谱仪 （7-20pm)（3） ZOOM Spectrometer (6GHZ、3GHZ) 高速率、高分辨率光谱仪 （5-15pm） 近年来，我们的高分辨率光谱仪得到了众多科研工程师们的青睐，为了满足诸多工程师们对激光器超窄线宽的测量、单纵模激光器的检测、VCSEL激光器测量（图２）、高深度相干断层扫描（图３）等需求. Resolution Spectra System 研制了分辨率高达1GHZ的超高分辨率光谱仪——ZOOM Spectrometer。 图２　ＶＣＳＥＬ激光器测量 图３　　　高深度相干断层扫描图 对于ZOOM Spectrometer –超高分辨率光谱仪，如果您想要更深入的进行了解，可直接联系我们。 您可以通过我们的官方网站了解更多的超高分辨率光谱仪产品信息，或直接来电咨询021-34241962。 激光器 大功率连续半导体/固体激光器（CW）碱蒸汽激光泵浦源（SEOP） 光学部件 体布拉格光栅(VBG，VHG)空间滤波器(spatial filters)频谱合束光栅用于角度选择与放大的透射体布拉格光栅啁啾布拉格光栅多波长激光合束器激光选模/波长锁定用体布拉格光栅光学滤波片/陷波滤波片BPF低波数带通滤光片BNF低波数陷波滤波片 光学/激光测量设备 频谱分析仪630~1100nm频谱分析仪 光谱仪 光纤光谱仪宽带超高分辨率光谱测量仪高性价比超高分辨率光谱仪(7~20pm)高速、超高分辨率光谱仪（0.005nm）

荧光显微成像技术对人们理解神经科学起了非常关键的作用。而最近一些年出现的各种超分辨显微成像技术和专门的荧光探针能够以超过以往普通光学显微镜的分辨率直接观察神经元亚细胞结构和蛋白质排列。并以直观可视方式揭示了神经细胞骨架组成、分布、运动和膜蛋白信号传导、突触下结构和功能，以及神经元−胶质细胞相互作用。同时超高分辨显微成像技术（Super Resolution,SR,下文中出现SR均指超高分辨率显微成像技术）对于许多自身免疫和神经退行性疾病模型中的分子靶点研究也提供了全新的强大工具。今年春，Werner等科学家在美国化学学会会刊（ACS)上最新发表了一篇综述，比较详实系统介绍了超高分辨率显微技术在神经科学上的最新应用进展。我们在此文基础上进行了编译整理。因文章较长，我们将分三期陆续介绍。本期接着上期的第一部分超高分辨率显微技术在神经科学中的应用（一） ，为第二部分内容。4.荧光标记与样品制备4.1. 荧光标记神经元和脑片的超分辨率成像是用适当的荧光团标记感兴趣的生物分子，理想情况下是以定量和化学计量的方式。虽然SIM和其他超分辨方法的成像质量取决于信号背景（S/B）比，但SIM对荧光团没有特殊要求。另一方面，STED显微镜可达到的分辨率在很大程度上取决于所用荧光团的光稳定性。RESOLFT显微镜使用可逆光开关FPs，具有两个稳定状态，因此可以使用较低的激光照射强度。所有SMLM方法的定位精度取决于每个事件检测到的光子数。dSTORM需要光开关有机荧光团，包括菁、罗丹明和恶嗪染；而PALM则需要使用光开关、光转换和光激活FPs。与此相反，DNA-PAINT理论上适用于所有荧光团，因为开/关速率由对接链和成像链序列和缓冲条件决定，而其中 Cy3B和ATTO 643效果最好。、为了获得一张好的超分辨率图像，除了成像方法以外，样品制备也非常关键。使用荧光探针进行高效和特异的标记，并且使标记误差（荧光团和目标之间的距离）达到最小。为了通过荧光成像进行结构解析，标记密度（即荧光探针之间的距离）必须显著高于所需的分辨率。另一方面，特别是对于接近几乎分子分辨率的超分辨率成像方法，标记误差必须尽可能小，以达到高精度成像。对于活细胞标记而言，在合适的表达载体中融合感兴趣的蛋白质的基因编码FPs无疑成为首选。然而，FPs的亮度较低，与有机染料相比，其图像分辨率较低。理想的标记方法是使用荧光染料标记基因编码的蛋白质、肽标签或单一氨基酸。在模式生物如果蝇或秀丽隐杆线虫的应用得益于基因编码工具，通过转座子、操纵二分体Gal4/UAS表达系统或Crispr/Cas9方法引入或去除突触蛋白和荧光蛋白。由于瞬时转染的细胞表现出不同的蛋白质表达水平，蛋白质的分布和功能不一定反映野生型的情况。图5 通过单体链霉亲和素结合AP标记的突触蛋白成像结果显示Nlg1和LRRTM2的差异分布（dSTORM成像）。上排：Homer 1c GFP作为突触后室的参考。第二排：Nlg1和LRRTM2（dSTORM成像）。左下：频率分布直方图，用于显示相对于Homer 1位置中心的信号分散情况。右下：列出比较两种蛋白质的突触结构域数量的直方图。然而，通过构建优化表达，稳定表达的细胞或CRISPR基因敲入等方法可以产生从内源性到强过表达的蛋白质表达水平。根据不同的转染策略，可以采用不同的方法转染神经元。传统的磷酸钙共沉淀法和脂质体法在大多数实验室都可实施，但这两种技术的转染效率很低。而病毒转染的效率比较高，允许注射到大脑区域，但需要实验者具备病毒生产方面的专业知识，并需要考虑生物安全问题。此外，还必须考虑病毒类型、插入片段大小、毒性和差异表达等因素。要达到高转染效率，可以使用高压脉冲将核酸直接输送到细胞核，进行核转染。然而其缺点是，当这种方法应用于小鼠原代神经元时，会导致细胞存活率较低，并且实验设备昂贵，还需要根据神经元密度和物种对脉冲参数进行多次测试。另外，也可以使用细胞附着式高电阻管，在完整神经元网络（如器官型切片）中进行单细胞电穿孔。利用这种方式，结合CRISPR基因敲入获得了接近内源性的蛋白质表达水平。基于CRISPR基因敲入，在神经元发育的不同时间点通过脂质感染、核感染或病毒转染在神经元中实现。如前所述，FPs光稳定性和荧光光子输出较低，这降低了图像质量。另外，连接大小为2−5nm的FP后,蛋白质功能可能会受到影响。因此,首先必须清楚感兴趣的蛋白质在野生型的功能表现。而有机染料比FPs小得多，有更高的光子产率和光稳定性，但需要与其它能与感兴趣分子结合的分子进行连接耦合。对于固定细胞，使用一抗和二抗进行免疫染色仍然是标记内源性蛋白质的首选方法。缺点是由两个大小17.5 nm左右的IG抗体间接免疫标记有可能导致标记误差。使用直接法免疫荧光或Fab片段可以减少标记误差。另外针对GFP或转基因短肽标签的更小（1.5×2.5 nm）的骆驼“纳米抗体”已应用于dSTORM成像。此外，耦合了链霉亲和素的荧光染料可用于神经元和器官型组织中靶蛋白的特异性标记。使用这种标记方法，研究了神经氨酸酶-1ß、神经肽原-1和富含亮氨酸的重复跨膜蛋白2的动力学和纳米级结构，并揭示了跨突触粘附结构的形成（图5）。另外可以使用生物正交肽或自标记蛋白质标签，例如FlAsH tags, SNAP-tags, and Halo-tags。这些标签蛋白与目标蛋白共表达，并以共价和特异性结合其各自的荧光标记试剂或配体。对于肌动蛋白和微管的标记，可以使用小肽药物，如双环七肽-鬼笔环肽和紫杉烷类药物，如紫杉醇。膜和细胞器的标记可以通过荧光脂质和细胞器的追踪试剂来实现。此外，小肽或配体可以直接用荧光团标记，并特异性结合生物分子，例如，显示抑制性突触后位点的超结合肽。要达到最小的标记误差，可以通过单个非天然氨基酸的特定位点标记实现。通过基因编码导入设计的非天然氨基酸，并用四嗪染料进行生物正交点击化学标记。显然，神经元和组织切片必须根据要成像的结构进行透膜和固定。与所使用的标记方法无关，特别注意所用的试剂必须能保留自然细胞环境中生物分子的超微结构。通过化学试剂固定交联蛋白质，可能会影响结合亲和力，也可能削弱分子间的相互作用。在大多数情况下，多聚甲醛（PFA）和戊二醛已成功用于神经科学的超分辨率成像。此外，还引入了乙二醛等新型固定剂。膜分子应始终使用4%的PFA和0.2%戊二醛固定，以尽量减少残余流动性并避免伪影，例如抗体结合诱导的簇形成。4.2. 神经元的多色遗传标记荧光蛋白彻底改变了神经元的活细胞成像方式，因为荧光蛋白可以与感兴趣的蛋白质融合，并且在假定不影响野生型功能的前提下，用于双色和三色成像。神经系统具有非常高密度的轴突和树突相互作用结构，需要使用更多不同颜色的标记来区分不同的神经元连接。2007年，随着一种名为Brainbow的转基因方案的开发，这一问题得到了解决，该策略能够对神经元进行多色标记。结合单细胞分辨率成像技术，Brainbow技术可以用来创建大脑图谱，详细描述神经元如何形成回路，其连接体以及它们投射到何处。Brainbow利用了三原色，即可见光谱的所有颜色都可以由三种原色的不同混合物生成，即红色、绿色、蓝色（RGB）或转化为荧光蛋白，例如RFP、YFP和CFP。为了实现这一想法，应用了Cre/lox重组系统，该系统可以通过DNA切除、反转或染色体重组启动基因表达，使三个荧光蛋白基因中的一个在转基因中随机表达。转基因盒的多个拷贝的引入导致三个不同拷贝数的基因在每个细胞中组合表达，从而产生几十种颜色，使相邻神经元分化并观察其相互作用。Brainbow技术非常适合绘制不同神经元类型之间的连接模式，追踪轴突，并识别大脑中远距离的神经元连接。此外，已经证明Brainbow表达可以成功地用于研究周围神经损伤后的轴突再生，并检测大脑发育过程中的重要阶段。为了进一步改进Brainbow在包括突触蛋白在内的大脑和连接图谱中的应用，SRM的应用是显而易见的。最近通过结合Brainbow、顺序免疫染色和ExM同时研究同一脑切片上的形态、分子标记和连接，成功地证明了这一点（图6）。将这项技术应用到全脑研究一直是一个挑战，直到最近才成功应用。图6 结合Brainbow和ExM的多轮免疫染色和ExM(miriEx)成像。(A) 实验方案：在Parvalbumin cre/+ 小鼠的脑切片中，Parvalbumin蛋白阳性中间神经元通过Brainbow进行观察，并在下一轮应用4倍ExM成像。使用EYFP信号对Homer1和Gephyrin进行免疫染色来观察突触。(B) Brainbow 信号的免疫染色。(C) 分别通过突触后标记homer1和Gephyrin的免疫染色来区分抑制性和兴奋性突触。插图(D)−(F)和(G)−(I) 显示图像的更多细节图。(J)和(K)神经元的形态重建(使用ImageJ软件插件nTracer)，包括其各自传入的特征。虚线框表示(B)和(C)中所示的区域。重建的神经元按顺序编号。标尺(膨胀前的)：10μm(B/C)、2.5μm(I)、20μm(J/K)。4.3. 神经科学中的光电联合显微镜电子显微镜(EM)和电子断层扫描具有光学显微镜无法达到的空间分辨率，可以获得细胞和细胞器的超微结构信息。然而，EM和电子断层扫描不能标记特定的分子，因此难以识别未知的细胞结构或具有相似形态特征的结构。用胶体金标记结合抗体可以实现蛋白质的纳米级定位，但抗原的标记效率低下，这意味着胶体金颗粒的数量仅占抗原总数量的1%到20%。而另一方面，荧光显微镜虽然分辨率较低，但可以进行大视场成像和对活细胞中蛋白质进行定位。对固定样本细胞中的各种分子进行高效和特异的分子标记后，结合超分辨率荧光显微镜方法，达到的空间分辨率可以远低于衍射极限。因此，光电联合显微镜（CLEM）作为一种通用的方法，在电子显微镜提供的细胞超微结构背景下，通过超分辨率成像来可视化蛋白质的定位和相互作用。然而，将超分辨率成像与EM结合起来更为困难，因为乍一看，这主要是由于两种方法的样品制备流程不同且不兼容。例如，EM中保存超微结构所需的固定和染色会引入很强的自发荧光。而且荧光蛋白还会在固定和聚合物包埋所需的脱水和氧化条件下淬灭。此外，这两幅图像必须在纳米精度下精确叠加，首先需要使用在荧光成像和EM中都表现出极好的对比度的固定对准标记物，如裸金微球。 另外，样品脱水引起的结构变形会严重破坏两幅图像的正确叠加。所以必须在超微结构和荧光保存之间找到折衷方案。例如，已经证明，对于某些周期性分子结构，如核孔复合体，无需使用对准标记，dSTORM和EM扫描图像可以以20 nm的精度叠加。光电联合显微镜的流程是先对轴突和树突进行荧光实时成像后，再使用透射电镜观察。例如，表达GFP的脑组织在荧光成像后进行化学固定，再使用电子密度标记进行免疫标记，例如EM金。或者采用更成熟的方法，如过氧化物酶或胶体金标记。最后，可以通过光转化在荧光团处局部生成二氨基联苯胺（DAB）聚合物。为了克服标记问题并确保超微结构的保存，已经开发了用于EM (NATIVE)的纳米体辅助组织免疫染色。NATIVE能够高效标记蛋白质，无需苛刻的渗透步骤、特殊树脂、锇替代物或透明化试剂。随着方法的改进和技术的发展，光电联合显微镜已被证明是研究不同种类突触和定位突触蛋白的理想选择。5.超分辨显微镜观察神经元隔室/突触以及神经元−胶质细胞相互作用下面我们将展示通过超高技术获得的有关细胞骨架组成和动力学、突触前室和突触后室对神经传递准确性至关重要的分子组装，以及形成神经元功能的星形细胞结构的调节和构建的最新数据。5.1. 细胞骨架神经元的极化性质以及树突和轴突的长度都需要结构和功能性支架来支持它们的稳定性、适应可塑性和物质运输，这些特性对神经元的存活和信号传递是必不可少的。因此，神经细胞骨架的结构在过去几十年中引起了神经科学家的注意，并在其它文献中进行了详细的回顾。20世纪70年代的电镜研究表明，神经细胞骨架由三种主要类型的神经纤维组成：大小约为20−30 nm的微管，直径为10 nm的神经纤维和5−10 nm大小的肌动蛋白丝。微管是由异二聚体在GTP依赖性组装过程中结合α和β微管蛋白单体组装而成的圆柱体，称为原丝，再由13个这样的原丝形成一个微管单元。轴突的微管成束状组织，并根据其相对于神经元胞体的位置显示不同的方向。它们的极化通过快速增长的正端和缓慢增长的负端体现。STED显微镜揭示了快速生长极依赖钙锚定在肌动蛋白皮质上。使用dSTORM对发育中的神经元进行活细胞成像证明了神经元极性和轴突具有方向一致的、平行的由TRIM46驱动的微管束，而树突微管的特征是混合极性。用Motor-PAINT方法进行纳米跟踪发现稳定和乙酰化的微管显示负端向外的方向，而动态和酪氨酸酶化的微管则显示相反的方向（图7）。例如轴突起始节中微管密集地聚集在束簇中，由于密集的重叠定位，使用SMLM方法具有挑战性。这个问题可以通过两种实验方法来解决：第一，设计更小的标记探针，如微管蛋白纳米抗体，这不需对神经元微管更详细的观察。第二，一种降低群聚密度的超分辨率方法，如ExM，可用于胞体和树突中微管亚群的可视化。神经纤维是在轴突中形成的广泛平行网络的异质聚合物，它为轴突提供稳定性并调节轴突直径和传导速度，其组成包括低、中、高分子量神经纤维、中间蛋白和外周蛋白的三联体。它们的自组装首先形成平行的异二聚体，然后半交错地结合成反平行的四聚体。最后，八个四聚体横向聚集成单位长度的神经纤维，进一步拉长并径向压缩至最终的神经纤维外观。用电镜观察到在神经纤维之间的交界面，形成3−5 nm大小的交叉桥，但对其功能及其与神经纤维的分子相互作用仍不清楚。在这里，ExM与SMLM的结合或DNA-PAINT的应用可能有助于研究密集神经纤维中的这种相互作用。神经纤维动力学已经通过光转换和光活化SRM实验进行了研究，显示了端到端蛋白合成中的退火和切断过程。肌动蛋白最初被认为与一组更集中的短肌动蛋白丝结合在一起，在轴浆中形成斑点状的膜下层。在原代神经元和脑切片中使用phalloidin Alexa Fluor 647进行STORM成像，揭示了轴突肌动蛋白的新的组成原理。这些实验揭示了轴突中存在圆周式肌动蛋白环，每190 nm固定重复间隔绕一圈，并进一步表征了轴突中具有类似尺寸的ßII血影蛋白和钠通道的周期性条带，而树突状腔室内显示出更细长的肌动蛋白组织。此外，通过STORM成像发现，并通过STED显微镜的研究得到证实，这种肌动蛋白组织模式的普遍性也存在于树突中。进一步的报告发现，尽管树突中也存在基于肌动蛋白血影蛋白的周期性膜骨架，树突中这种结构的形成倾向和发育速度低于轴突。此外，本文还显示了肌动蛋白和血影蛋白在胞体和部分树突中的二维多边形晶格结构，类似于红细胞中的膜骨架结构。此外，使用SiR-actin，可通过STED显微镜在活的原代神经元中观察到这种周期性结构。最后，最近的CLEM方法结合铂金复原电镜（PREM）和STORM研究了无顶轴突中的肌动蛋白组织，并提供了轴突编织状肌动蛋白结构与周期性肌动蛋白超微结构相关的证据（图8）。图8。原代神经元无顶轴突（unroofed axons）的CLEM成像（结合铂复型电子显微镜和STORM的光电联合成像）。用铂复型电镜（PREM）（灰色）显示的轴突辫状条带（箭头）被叠加到大鼠原代神经元的超分辨肌动蛋白环（伪彩）上，比例尺=2, 1, 0.2μm（从左到右）。中间：轴突辫状条带间距测量后显示出与周期肌动蛋白间距相似的尺寸。右图：在铂复型电镜（PREM）中记录的神经纤维厚度，未分裂（交织在一起）和分裂（分裂开）的轴突肌动蛋白辫状条带为蓝色，树突中的单个肌动蛋白神经纤维为紫色，微管为灰色参考。采用平均值和标准误显示数据。Copyright 2019 Springer Nature.ßII 血影蛋白基因敲除导致周期性肌动蛋白环结构破坏，同时细胞器的双向轴突运输受损。SMLM结果显示，与轴突相比，轴突起始节中的分子组织其特征是轴突起始节（AIS）蛋白ankyrin-G和ßIV-血影蛋白，这种基于肌动蛋白-血影蛋白的细胞骨架与远端轴突相似。此外，在AIS中存在ßIV-血影蛋白和Ankyrin G，而在远端轴突中存在ßi--血影蛋白和Ankyrin B。SMLM显示与肌动蛋白环相连的纵向头对头ßIV血影蛋白和Ankyrin的二价取向有助于建立紧凑的AIS超微结构，该超微结构甚至对针对肌动蛋白和微管的药物治疗具有抵抗力。进一步显示Ankyrin-G会聚集到亚结构域，增强神经元活性，而成为精神疾病的主要风险基因。随后的SMLM研究还阐明了αII血影蛋白与ßIV血影蛋白共同在AIS提供强健的周期性细胞骨架组织以及防止AIS装配不完全和神经变性的重要性。一份相关报告显示，αII 血影蛋白丰度随有髓鞘轴突直径的增加而增加，表明大直径轴突更容易发生神经退行性病变。在免疫标记II血影蛋白后，将其连接到一种可膨胀的聚合物，并在水中膨胀后，通过ExM研究ßII spectrin沿轴突的周期性模式。这一新方法证实了如前所述的细胞骨架内部的组织原理。不幸的是，在ExM过程中，phalloidin探针在膨胀过程中被冲掉。有两种策略解决这一问题：一方面，携带甲基丙烯酸基团的phalloidin三功能抗体被设计用于与凝胶的有效标记；另一方面，最近的一份报告使用荧光团结合抗体，类似于常规免疫染色，将荧光团靶向phalloidin探针与凝胶连接。在中枢神经系统的几种神经细胞类型和动物物种中，肌动蛋白和附属蛋白的强大超微结构组织也得到了证实。外周神经系统（PNS）中，STED显微镜也显示在梳理的神经纤维样本上有重复的细胞骨架成分。最后，SMLM揭示了肌动蛋白-血影蛋白骨架的一个重要生物学功能：它可以作为一个信号平台，通过组织跨膜信号蛋白，包括G蛋白偶联受体（GPCR）、细胞粘附分子（CAM）和受体酪氨酸激酶（RTK），在神经元中进行信号转导从而实现GPCR-和CAM介导的RTK信号。5.2. 突触前室为了确保有效的神经化学传递，突触前膨大参与突触囊泡循环、神经递质填充以及与突触前膜在活性区（特殊蛋白质密集分布的纳米隔室）的融合，以最终释放神经递质。在这里，我们关注SRM如何扩展我们对突触前功能的理解。早期只能使用EM对化学固定神经元里的小直径突触小泡进行研究，但随着SRM的出现，应用快速STED显微镜，通过免疫标记位于突触前室突触小泡上的钙传感器突触标记蛋白1（SYT1）来观察突触小泡的活动。STED显微镜进一步显示，突触小泡融合后Syt1分子似乎驻留在突触膜上，也支持胞吐后突触小泡蛋白的清除过程。此外，在突触小泡融合过程中，当暴露于细胞外空间时，靶向Synaptobevin 2 pHluorin的荧光团结合纳米体后，亚衍射追踪显示了突触小泡的异质性迁移。一种类似的方法使用vGlut1 pHluorin在原代神经元中的表达来观察单个神经元突触小泡，定位精度为27 nm，并揭示了突触小泡的多个不同释放位点。作为一项方法学的进步，为了对主动循环的小泡成像，设计了一种名为mCLING的亲脂膜探针，该探针可对突触膜进行染色，通过内吞作用和固定，可以进行免疫标记，且和SRM相结合。突触小泡的胞吐过程需要一组属于突触前细胞基质的突触前蛋白质的高度可靠的相互作用，使突触小泡接近和暂时驻留在所谓活动区的膜上，并最终释放突触小泡。黑腹果蝇易于遗传，有助于精确定位果蝇幼虫神经肌肉接头（NMJ）活动区的第一个重要蛋白质。Bruchpilot（Brp）是一种必不可少的活性区成分，是一种大的、卷曲的螺旋蛋白，对于钙通道聚集和突触囊泡定位到突触释放位点至关重要。除了通过Brp研究钙通道聚集外，STED显微镜还证明了该蛋白细长的组织结构，并揭示了与Brp相互作用的蛋白（如syd-1α、liprin和rim结合蛋白（RBP））的定位。定量dSTORM方法研究了果蝇活动区Brp丝的数量，并显示了Brp的结构组织与其功能之间的强相关性。接下来的研究通过dSTORM评估Syt1敲除后的活动区（CAZ）电生理学和细胞基质参数。这项研究表明，在果蝇NMJs 1b型突触膨胀中，Syt1基因的敲除导致更高的Brp计数和簇内Brp图谱的改变。在哺乳动物突触中，突触前支架蛋白bassoon 和 piccolo参与突触囊泡释放的调节。据报道，bassoon蛋白通过与RBP的相互作用来控制CaV2.1型钙通道的定位。此外bassoon蛋白能加速囊泡释放，因为其丢失导致小脑苔藓纤维到颗粒细胞突触中的突触囊泡数量显著减少和突触抑制。STED显微镜显示bassoon 和 piccolo蛋白是一个夹心三明治结构，两侧为piccolo蛋白，bassoon蛋白居中。STORM成像通过距离测量显示bassoon蛋白相对于突触前和突触后室中其他相关突触蛋白质的方向。囊泡胞吐过程由一组可溶性ethylmaleimide敏感因子附着受体（SNARE）蛋白质进一步协调。位于突触膜上的囊泡SNAREs (v-SNAREs) 蛋白和 t-SNARES蛋白的复杂形成导致突触囊泡成功融合。在质膜上的突触体相关蛋白25（SNAP-25）和突触融合蛋白聚集首先通过STED显微镜进行研究。这项研究表明，大约75个突触融合蛋白分子被堆积成50- 60 nm大小的纳米团簇。在之后的研究中，SMLM以更高的精度对SNAP-25和突触融合蛋白的分布进行成像。在这里，描述了Syntaxin簇内的分子密度梯度。dSTORM成像显示，未聚集的分子紧密地定位于聚集区域。最近的一项研究显示了一种以syntaxin或SNAP-25为靶点的纳米抗体。这使密集的突触前区域更好的标记，并显示突触外突触融合蛋白可在增强突触活动后进入突触室。SNARE结合蛋白tomosyn被证明定位于突触融合蛋白簇，据报道，其ß-螺旋结构域的突变是SNAP-25复合物形成的关键。此外，tomosyn与v-SNARE突触结合蛋白竞争，与突触融合蛋白和SNAP-25形成复合物，因此被认为下调了胞吐过程。 相反，rim结合蛋白2（RBP2）可根据所研究的突触类型在调节突触可塑性方面发挥多种作用。SRM显示RBP2通过调节CaV2.1钙通道相对于释放位点的纳米定位来调节释放概率。此外，STED显微镜显示海马脑片中RBP2对锥体CA3-CA1突触的神经传递只有轻微的影响，它通过控制munc-13-1的定位，在苔藓纤维突触中强烈调节囊泡启动和释放概率。图9。与突触释放位点相关的Munc-13-1纳米组装体。上排：应用高钙溶液和钾通道阻滞剂（A1）以及相应的munc-13-1信号（A2）激活突触后eEOS（增强型谷氨酸光学传感器）的荧光反应图像。注意主动释放条件下的紧密空间相关性。比例尺：5μm。第二行：常规显微镜图像（B1）与munc-13-1（B2）的3D STORM成像。比例尺：500nm。（C） 释放位点数量与munc-13-1纳米团数量的相关性。（D） munc-13-1（黄色）和syntaxin-1A（蓝色）的超分辨双色图像。比例尺：2μm。侧面（顶部）和正面（底部）视图。比例尺：200nm。Copyright 2017 Springer Nature.Munc-13是unc-13的哺乳动物直系同源物，是引发突触小泡释放的另一个不可或缺的成分。Munc-13-3被证明能够将钙通道募集到活动区，3D-STORM成像提供了证据，证明Munc-13-1聚集在突触释放位点，并与突触融合蛋白分子相关（图9）。通过活体成像和STED显微镜对果蝇中显示不同突触前钙通道距离的两种munc-13亚型进行研究，发现unc-13亚型由CAST/ELK同源物Brp和RIM结合蛋白定位，导致释放部位相对于钙通道的不同超微结构。在神经元发育过程中改变不同Unc-13亚型的比率，通过改变其与钙通道的纳米结构域耦合，导致神经传递增强。Unc-13 A定位通过突变分析表明C末端部分调控释放位点的产生，而蛋白质的N末端部分参与活性区靶向调节。 在活性区内，钙通道的纳米定位和潜在的动力学对于有效调节神经传递至关重要。钙通道和突触小泡之间的纳米域耦合可以是紧密的，也可以是松散的，并以这种方式决定神经传递的精确性。小脑突触中的免疫金电镜定量显示，强突触的耦合距离约为10nm，但其钙通道数量是弱突触的三倍，弱突触的特征是耦合距离较长且低效。一项结合电生理学的免疫金冷冻断裂EM研究提供了证据，证明释放部位随突触前钙通道数量的增加而增加。为了研究电压门控钙通道的活动性，应用单粒子跟踪PALM（sptPALM）对原代神经元成像。研究表明，集中在突触前部位的60%的通道是可变的。此外，通过应用BAPTA钙缓冲降低了钙通道的扩散。结果表明，突触小泡和钙通道之间的纳米域偶联保证了神经传递的精确度，并可根据需要通过突触前钙通道的扩散进行精细调节。 在融合和递质释放后，内吞机制诱导循环产生新的囊泡，从而重建可释放的囊泡池并为持续的神经传递提供基础。囊泡循环的主要机制由网格蛋白介导的内吞作用组成。使用光遗传学和”闪光冷冻”电镜的研究也报道了比超快的内吞快200倍的过程。如双色iso-STED显微镜所示，通过摄取针对囊泡内膜结合位点的Syt 1抗体，将内吞位点定位到活性区外周。此外，在神经内分泌细胞中，STED显微镜也揭示了囊泡只能部分与突触前膜融合释放递质，形成一个“Ω”形状的结构，而没有完全融入膜中，因此有利于“接触后即脱离”（kiss and run）的模式。与网格蛋白介导的内吞作用相比，它会产生更快囊泡再循环率的递质释放模型。依赖于活性的大量内吞作用进一步增加了可能涉及的机制的复杂性，有人提出，根据突触类型和活动，多种内吞模式可能并行运作。本文由超高显微技术应用工程师郭连峰、黄梓彤编译

教科书上的化学反应均以单分子形式进行概念描述，但实验中得到的却是大量分子的平均结果。一瓶380毫升的水，约含有10的25次方个水分子，投入金属钠会产生激烈的反应。不妨试想，宏观可见的化学现象，具体到单个分子是怎样的表现?　　单分子实验是从本质出发解决许多基础科学问题的重要途径之一。近年来，虽已有单分子荧光显微镜技术，冷冻单分子电镜技术等诺贝尔奖级别的成果问世，观察、操纵和测量最为微观的单分子化学反应仍是科学家面对的长期挑战。　　8月11日，浙江大学化学系冯建东研究员团队在国际顶级期刊《自然》发表封面文章。浙大团队以电致化学发光反应为研究对象，发明了一种可以直接对溶液中单分子化学反应进行成像的显微镜技术，并实现了超高时空分辨成像。该技术可实现更清晰的微观结构和细胞图像，在化学成像和生物成像领域具有重要应用价值。　　捕获分子发光信号 1秒内连拍上千张图片　　电致化学发光，是指具有发光活性的物质在电极表面通过化学反应实现发光的形式，可令分子产生光信号，在体外免疫诊断、成像分析等领域已有应用。　　“在溶液体系还难以开展单分子化学反应的直接光学捕捉。”冯建东介绍，单分子化学反应伴随的光、电、磁信号变化非常微弱，而且化学反应过程和位置具有随机性，很难控制和追踪。　　如何实现微弱乃至单分子水平电致化学发光信号的测量和成像?如何在电致化学发光成像领域实现突破光学衍射极限的超高时空分辨率成像，即超分辨电致化学发光成像?3年来，冯建东团队致力于这两大难题的研究，通过联用自制的具有皮安水平电流检出能力的电化学测量系统以及宽场超分辨光学显微镜，搭建了一套高效的电致化学发光控制、测量和成像系统。　　“团队通过搭建灵敏的探测系统，将电压施加、电流测量、光学成像同步起来，通过时空孤立捕获到了单分子反应后产生的发光信号。” 论文第一作者、浙大化学系博士生董金润介绍。　　从空间上，研究团队通过不断稀释，控制溶液中的分子浓度实现单分子空间隔离。时间上，通过快速照片采集，最快在1秒内拍摄1300张，消除邻近分子间的相互干扰。　　利用这套光电控制和测量平台，团队首次实现单分子电致化学发光信号的空间成像，其成像特点在于无需借助外界光源，可在暗室操作。　　多重曝光合成叠加 实现纳米级超高分辨率　　现如今，传统光学显微镜在数百纳米以上的尺度工作，而高分辨电镜和扫描探针显微镜则可以揭示原子尺度。“但能够用于原位、动态和溶液体系观测几个纳米到上百纳米这一尺度范围的技术非常有限。”冯建东提到，主要在于受到光的衍射极限限制，光学成像分辨力不足，即相邻很近的两个点难以分辨。　　为此，冯建东团队在获取单分子信号图像基础上，着手研究电致化学发光的超分辨成像。受到超分辨荧光显微镜技术的启发，研究团队利用通过空间分子反应定位的光学重构方法进行成像。　　“好比人们夜晚抬头看星星，可以通过星星的‘闪烁’将离得很近的两颗星星区分开一样。”冯建东介绍，技术原理即通过空间上的发光位置定位，再把每一帧孤立分子反应位置信息叠加起来，就能构建出化学反应位点的“星座”。　　为验证这一成像方法的可行性以及定位算法的准确性，研究团队通过精密加工的方法，在电极表面制造了一个条纹图案作为已知成像模板，并进行对比成像，条纹间隔为几百个纳米。　　记者看到，该微纳结构的单分子电致化学发光成像与电镜成像结果高度吻合。而且，单分子电致化学发光成像将传统上数百纳米的电致化学发光显微成像空间分辨率提升到了前所未有的24纳米。　　研究团队进而将该成像技术应用于生物细胞显微成像，以细胞的基质黏附为对象，对其进行单分子电致化学发光成像，观察其随时间的动态变化，成像结果与荧光超分辨成像可关联对比，其分辨率也可与荧光超分辨成像相媲美。　　“相比于荧光成像技术，电致化学发光成像不需要对细胞结构做标记，意味着不易影响细胞状态，对细胞可能是潜在友好的。”冯建东表示，未来，这项显微镜技术将作为一项研究工具，在单分子水平揭示更多化学奥秘，也有助于揭示更为清晰的生物结构和看清生命基本单位细胞如何工作。

div class="content"!--enpcontent--p近期，中国科学院国家天文台南京天文光学技术研究所天文光子学团队在超高分辨超高定标精度光谱技术研究中取得进展。研究团队将虚拟成像相位阵列（VirtuallyImaged PhasedArray，VIPA）作为主色散元件，以激光频率梳作为波长定标源，在实验上获得的光谱分辨率为106万（~0.6皮米），短时标波长定标精度优于10厘米/秒；目前，由于仪器未做任何温度和压力控制，6小时双通道同步定标精度~13米/秒，奇偶次定标精度~40厘米/秒。相关研究成果发表在TheAstronomical Journal上。/pp该研究第一完成人、博士朱小明和团队负责人、研究员何晋平介绍，后续通过优化系统，做好装置的温控和压控，该类光谱技术可兼顾超高分辨率（50万~1000万）及超高定标精度（10厘米/秒量级），且装置紧凑，造价低，可为未来天文超高分辨率光谱观测提供技术支撑，有望在恒星化学元素探测及大气同位素比、系外行星探测及大气成分表征、星际物质分子丰度、太阳物理动力学过程、精细结构和磁横流研究等方面获得实用。除天文方面的应用，该类技术在高精度测距、测力、测温及测速方面均有较明确的应用前景，后续有望应用在生物力学特性研究、基于精密温度测量的海底非合作目标探测、空间激光精密测距等研究领域或场景中。/pp当前，该研究团队正在调试及优化样机，为后续实际观测及应用做准备。研究工作得到国家自然科学基金面上项目及重点项目的资助。/pp论文链接/ppimg src="https://pic.cyol.com/img/20200929/img_96b326fbc54a2f995b8241ef054906cf33_c.jpg" data-bd-imgshare-binded="1"//pp图1.实测二维光谱数据。重复频率808MHz的激光频率梳梳齿阵列可被完全分开 /ppimg src="https://pic.cyol.com/img/20200929/img_968949af075f01c499503ed9560950a5a1_c.jpg" data-bd-imgshare-binded="1"//pp图2.六小时双通道同步定标波长精度 /p/div

GE Healthcare旗下Applied Precision公司（API）出品的DeltaVision OMX Blaze&trade 超高分辨率显微镜融合了专利的结构照明模块和最先进的高速成像技术，突破了光学显微镜无法逾越的空间和时间上的极限，为我们揭开了一个从未看到过的动态的活体细胞内部世界。因此，它也被生物通等各大国内知名生物网站评为&ldquo 2011生命科学十大创新产品&rdquo 之一。据GE Healthcare的产品专家介绍，传统光学显微镜存在无法逾越的空间和时间上的技术极限，因为光穿过界面时达到一定入射角度（布儒斯特角）会发生衍射，光和信息（分辨率）无法穿过界面。这一技术极限限制了传统显微镜所能看到的物体的分辨率。而DeltaVision OMX Blaze系统具有空间上的超高分辨率和时间上的超高分辨率。空间分辨率是激光共聚焦显微镜的8倍，时间分辨率可以达到400帧/秒。为观察超微观的生物学结构和超快速的生物学过程提供了最新的工具。这种超高分辨率意味着可以观察到原来无法观察的生物学现象，提供新的实验解决方案，并在更深的层次上提出新的生物学问题。 在超高分辨率显微镜下，已经观察到单个微管和微丝，病毒等以前从未能在光学显微镜下观察的样品也都清晰可见。原来在激光共聚焦显微镜下难以分辨的生物大分子复合体，如蛋白质和DNA的相互作用，蛋白质和RNA的相互作用，均可借助超高分辨率显微镜得到观察。原来快速的生物学过程，如神经突触末端囊泡的释放，细胞内蛋白的超快速运动，在超高分辨率显微镜下也得到了完整的呈现 .之前，加州大学戴维斯分校生物光子学科学技术中心（CBST）的科研人员使用这台仪器首次对活的肿瘤细胞内部的纳米尺寸的区室运动进行了成像。Hsing-Jien Kung教授认为：&ldquo 高分辨率、活细胞成像技术的开发可以让我们加快对这种难以捉摸的过程的理解，为自体吞噬调控剂的开发铺平了道路。&rdquo 大家可能还不太熟悉，其实Applied Precision公司在专业成像领域非常知名，一直致力于高端显微系统的设计和制造。目前产品集中在两块，一块是超高分辨率显微镜，如DeltaVision OMX，另外一块是高端活细胞成像显微镜，包括DeltaVision Elite和DeltaVision Monet，在性能、成像速度、系统的稳定性上都是目前世界上最好的活细胞成像系统。目前在国内已经得到了清华大学、北京大学、中国科学院生物物理所、中国科学院遗传发育研究所等客户的认可和肯定。去年4月，GE Healthcare收购了该公司.

项目编号：SDGP370000000202302000059 项目名称：滨州医学院2022年科研设备更新项目四 预算金额：770.0万元 最高限价：770.0万元 采购需求：标的标的名称数量简要技术需求或服务要求本包预算金额（单位：万元）01小动物能量代谢监测系统 1 详见招标文件第四章 180.000000 02超高分辨率共聚焦显微镜 1 详见招标文件第四章 590.000000 合同履行期限：详见招标文件。 本项目不接受联合体投标。

上个月末，通用电气医疗集团(GE Healthcare)签署了一项协议，收购细胞成像产品制造商Applied Precision，具体收购金额不详。随着这次收购行动，GE Healthcare有望进入快速增长的细胞成像领域。　　总部位于华盛顿西雅图郊外的Applied Precision开发并制造高分辨率以及超高分辨率的显微镜仪器，让研究人员能够以其他类型显微镜无法实现的规模来研究细胞过程。　　一般显微镜所拥有的分辨率能让研究人员观察到200 nm及以上的物体。因此，对于大小在10 nm左右的胰岛素，一般的显微镜是无法看到的。然而，有了超高分辨率显微镜，研究人员就能看到。电镜的分辨率与超高分辨率显微镜相似，但它们不能活体观察细胞，而后者能做到。　　GE Healthcare负责细胞技术的总经理Amr Abid向国外媒体透露，通过在此水平研究细胞功能，研究人员能够对功能异常细胞的机制有了更深入的了解。他举了一些例子，比如利用超高分辨率显微镜来研究HIV病毒如何穿透细胞，这为新药开发提供了信息。　　几个世纪以来，科学家们都是利用光学显微镜对肉眼无法看到的结构进行观测，目前光学显微镜已经成为了实验室必备的实验器材之一，但是随着研究的深入，光学显微镜的分辨率已经无法达到科学家们的要求了。2008年，《Nature》杂志将超高分辨率显微技术评为年度技术。　　Abid估计，如今整个显微镜市场大概在20亿-30亿美元。其中，超高分辨率显微镜占了约20%。Applied Precision和徕卡(Leica)是硬件方面的行业领先者，他们各自的市场份额大约为30%-35%。　　GE目前不提供超高分辨率显微镜，也不曾开发它们。Applied Precision的产品是对GE细胞分析产品线的很好补充。GE也在探索一些方法，将其现有的细胞研究技术与Applied Precision的仪器捆绑起来。　　目前，GE在细胞成像方面的旗舰产品是2009年上市的IN Cell平台。IN Cell Analyzer平台提供了一整套从自动化图像获取到数据的定量和深度分析以及可视化的强大工具，来协助整个高内涵分析过程。前不久，GE推出了最新版本的分析平台——IN Cell 6000。　　据Abid透露，由于Applied Precision在高分辨率以及超高分辨率显微镜方面声名卓著，故GE打算保留其名称。该公司还计划保留全部130名员工，并在技术上继续投资。　　GE还打算加大力度提高Applied Precision在亚太地区(如中国、印度和日本)的知名度，对于超高分辨率显微镜而言，这些区域是一个增长点，然而，Applied Precision目前的份额还很有限。