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动物实验在新药的评价和筛选过程中有着十分重要的作用。古人云“在其位,谋其政”,正因为动物实验在研发中的这个关键作用,当研发产出不理想时,我们应该首先反思是否这些影响研发决定的关键实验是否使用得当。动物和人虽然有97%的基因相同,但在很多方面有巨大的差别,尤其在免疫反应和行为方面。最近斯坦福大学的科学家发现人和小鼠在受伤时启用的免疫应激基因几乎没有任何相关性。另一方面,疾病本身和疾病模型也有巨大差别。多数疾病我们尚不知其起因,而疾病模型的起因则非常明确,动物没有您的帮助成不了模型。从动物到人,从疾病模型到疾病本身是两个巨大的跨越,很多研发项目在这个过程中迷失了方向。现在通过动物实验的候选药物有10%能最后上市,但考虑到不少药物是结伴而行(同一靶点),真正能通过动物模型预测人体治疗效果的首创药物成功率要远低于10%,能和已有药物有足够区分的首创药物更是寥若晨星。任何实验如果想得到有用的信息,最重要的是问正确的问题,其次是实验设计的严格程度要和所研究问题的复杂程度匹配,而目前新药研发的动物实验在这两方面存在不小的差距。动物是很好的人类生物,生理模型,但不是好的病理模型。疗效则是更复杂的事情,因为疗效取决于如何定义,即观察终点。所以动物实验最有用的地方是观测药物对生物途径的调控,即药物在生命体内,有血流,营养,各种正负反馈和动态平衡的真实世界条件下对所关心的生物过程的影响,观测指标最好是比较客观的机理和功能的生物标记变化,比如下游蛋白的表达。病理模型有些有一定的预测性,但现在我们问的很多问题对这些可怜的小鼠来说实在太难了。小鼠没有心理疾病和小鼠不说话一样是自然界的本性。神经分裂小鼠模型和口吃小鼠模型一样与人类疾病没有太大关系。人类需要60,70年才能得的阿尔茨海默症如何能让小鼠几十天内得上?虽然很少但小鼠的确可以自然患上癌症,但我尚未看到小鼠自然患上阿尔茨海默症的报道,令人怀疑小鼠是否能被患上这类疾病。第二个大毛病是既然你问这些动物如此复杂的问题(即疗效),就应该用和这个复杂问题匹配的实验程序。三期临床实验几乎必须是双盲,对照,随机,多中心,多基因背景病人,多种生活习惯和并发症,但在动物实验这些控制因素都不存在。小鼠是实验室繁殖的同一基因背景的近亲,生活习性和能量摄入完全一样,并和普通小鼠都有很大区别,别说病人了。以前认为限制能量摄入能延长小鼠寿命,后来发现是因为这些实验小鼠平时吃的太多了。双盲,对照,随机这些控制机理在动物实验中极少使用,显然增加了动物实验结果的不可靠性,大量的发表动物实验结果无法重复就是证明之一。多中心虽然在研发全球化的今天可能更普遍一点,但一旦两个不同实验室得出不一致结果时多数人的解决办法不是改进动物模型,而是把实验集中到其中一个实验室,“以保证一致性”,掩耳盗铃啊。所以正确的解决办法是,问模型能回答的问题,问动物能回答的问题,而不是把你所有无法解决的问题都交给动物模型,然后对数据严刑拷打,得出想得到的结论。如果你问复杂的问题,看在老天爷的份上严格你的实验设计,不要挑最敏感的模型,用最容易产生假阳性的实验设计。新药研发的未来依靠整个社会在临床研究的更大投入。在人体确证靶点在疾病中的作用,在动物考察药物是否能调控这个靶点的生物功能,而不是所谓动物模型的治疗效果。在很多情况下,这和水中捞月没有太大区别。
1.实验动物的抓取和固定小鼠性情较温顺,一般不会咬人,比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上,在小鼠向前挣扎爬行时,用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤,将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部,即可将小鼠完全固定。在一些特殊的实验中,如进行尾静脉注射时,可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。2.实验动物的麻醉方法麻醉(anesthesia)的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉,保障实验动物的安全,使动物在实验中服从操作,确保实验顺利进行。(一)常用局部麻醉剂:普鲁卡因,此药毒性小,见效快,常用于局部浸润麻醉,用时配成0.5%~1%;利多卡因,此药见效快,组织穿透性好,常用1%~2%溶液作为大动物神经干阻滞麻醉,也可用0.25%~0.5%溶液作局部浸润麻醉。(二)常用全身麻醉剂:1. 乙醚 乙醚吸入法是最常用的麻醉方法,各种动物都可应用。其麻醉量和致死量相差大,所以其安全度大。但由于乙醚局部刺激作用大,可刺激上呼吸道粘液分泌增加;通过神经反射还可扰乱呼吸、血压和心脏的活动,并且容易引起窒息,在麻醉过程中要注意。但总起来说乙醚麻醉的优点多,如麻醉深度易于掌握,比较安全,而且麻醉后恢复比较快。其缺点是需要专人负责管理麻醉,在麻醉初期出现强烈的兴奋现象,对呼吸道又有较强的刺激作用,因此,需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品(基础麻醉),通常在麻醉前20-30分钟,皮下注射盐酸或硫酸吗啡(每公斤体重5~10mg)及阿托品(每公斤体重0.1mg)。3.实验小鼠的给药方法在动物实验中,为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化,常需将药物注入动物体内。给药的途径和方法是多种多样的,可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。 (一)给药方法1.注射给药(1)皮下注射给药皮下注射给药是将药液推入皮下结缔组织,经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。操作时,常规消毒注射部位皮肤,然后将皮肤提起,注射针头取一钝角角度刺入皮下,把针头轻轻向左右摆动,易摆动则表示已刺入皮下,再轻轻抽吸,如无回血,可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻,以防止药物外漏。注射量约为0.1-0.3ml/10g体重。(2)皮内注射给药是将药液注入皮肤的表皮河真皮之间,观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应,接种、过敏实验等一般作皮内注射。先将注射部位的被毛剪掉,局部常规消毒,左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧,在两指之间,用结核菌素注射器连接4.5针头穿刺,针头进入皮肤浅层,再向上挑起并梢刺入,将药液注入皮内。注射后皮肤出现一白色小皮丘,而皮肤上的毛孔极为明显。注射量为0.1ml/次。(3)肌肉注射给药小鼠体积小,肌肉少,很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,采用肌肉注射。操作时1人保定小鼠,另一人用左手抓住小鼠的1条后肢,右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重.
实验动物房是指适宜于饲养、繁育实验动物的建筑物。相对于其他类型的实验室环境,实验动物房对环境的稳定性、舒适性和安全性的要求都更加严格,以保证动物的品质和实验研究的准确可靠性。实验动物微生物控制标准,可将实验动物分为四级:一级——普通动物(CV):系指微生物不受特殊控制的一般动物。要求排除人兽共患病的病原体和极少数的实验动物烈性传染病的病原体;二级——清洁动物(CL):要求排除人兽共患病及动物主要传染病的病原体;三级——无特殊病原体动物(SPF):要求到二级外,还要排除一些规定的病原体;四级——无菌动物(GF)或栖生动物(GN):无菌动物要求不带有任何用现有方法可检出的微生物。栖生动物要求在无菌动物体上植入一种或数种已知的微生物。实验动物房一般由饲养室、健康观察室、隔离检疫室、各种实验室(外科手术、实验处理解剖、术后管理、疾病诊断、治疗、生理生化检查、微生物检疫、饲料营养分析和特殊饲料的调制室等),以及贮藏室、清洁准备室、洗涤消毒室、工作人员用房(包括办公室、淋浴室、更衣室等)、走廊(清洁区和污染区)、废弃物处理设施、机房和变电所等组成。实验动物房的布置,应使人、动物和物品的流动路线合理,作业方便。严格区分屏障区域和阻隔区域,对于阻隔区和屏障区要进行专门设计灭菌、消毒和保护规程,以保证人和动物的健康,确保实验的准确性。实验动物房内部空间的建筑材料和表面涂料通常要达到生物安全2级建筑标准的要求。主要内墙所用的建筑材料要兼顾动物的各种需要和清洁卫生要求。内墙建筑材料要平滑、耐久、耐腐蚀、防火、防潮,不会轻易出现破碎、裂缝、生锈等状况。地面要平而不滑,不渗水、不漏水、耐药液腐蚀和耐磨损。对环境要求严格的房间,还要考虑选择发尘低的材料。墙地交角应圆滑无棱角。墙与墙、墙与顶棚或梁的夹角应圆滑无棱角。顶棚一般不承受压力,使用涂有防水材料的薄水泥板,能经受水冲和消毒水腐蚀。饲养室通常不设外窗,饲养室之间也不设内窗,以避免干扰。饲养室的门,宜采用铝合金密封门,开启方向须注意室内外压差。屏障与非屏障之间的门,应设置非满足一定条件不能开启的装置。在动物实验室中,采用设置压力区的方法来控制空气污染物和过敏源的路径。一般情况下,屏障区要维持正压,阻隔区要维持相对负压。不同的设施,如动物饲养室与走廊之间的压差大小是变化的,多数情况下采用的压力范围是0.03到0.075英寸水柱,并且在压差过低的时候报警。在温度及相对湿度控制方面,实验动物房也需要一套稳定的通风控制系统来维持正确的环境参数,温度要求非常关键,要控制到设定值的±1℃,温度设定值为16-29℃之间。空调系统须长年运行,否则将带来灾难性后果,因此,必须设有备用的空调机组。大多数情况下,相对湿度控制的目标位30%-70%之间,其设定值在50%-55%。对于一些非主要房间,可以多房间系统可以作为一个单独区域来控制,以节省成本。一点建议,欢迎大家补充说明!原文链接