电泳条带分析

实验室新建,作了几次电泳,每次电泳的条带只有一条,都在最上面,条带很深,本该有好几条条带的.marker条带也没分开,只有3条.

我跑的是淀粉和面粉混合样品的电泳，跑出来有的条带非常宽，感觉还有拖尾的现象，还有的条带中部会弯。每次都是重新制胶，因为冬天比较难凝固，一般会放置过夜凝固，第二天再跑。上样量是10微。求大佬们帮忙分析一下，感谢！[img=,690,920]https://ng1.17img.cn/bbsfiles/images/2021/12/202112181209558511_880_5498604_3.png[/img][img=,690,920]https://ng1.17img.cn/bbsfiles/images/2021/12/202112181209566885_6244_5498604_3.png[/img][img=,690,701]https://ng1.17img.cn/bbsfiles/images/2021/12/202112181209572505_4016_5498604_3.png[/img]

无论是DNA电泳图片还是RNA电泳图片，或者是蛋白的凝胶电泳图片包括Western blot膜、或者是化学发光膜图片，在图像分析的角度来看，都是同样的一种条带光密度分析的问题。分析电泳条带有专门的一类图像分析软件。常见的是Bandscan, Quantity One, 由各个凝胶电泳成像系统厂商自己编制的软件就更多了。我喜欢用的是Labworks, 是UVP公司生产的凝胶电泳成像系统上配用的拍摄与分析软件，实际上就是传说中大名鼎鼎的gel-pro。这个软件可以看作是Image-pro plus应用在电泳条带分析上的专业版。所以用惯了IPP后对gel-pro就会感觉很熟悉。很快就能学会使用。现在UVP已经不使用labworks了，另弄了一个visionworks软件，用起来就是没gel-pro舒服。实际上所有的电泳条带分析软件在分析原理与功能上都没什么差别。只是软件界面与操作程序上各有不同。所以，了解了条带的分析原理后也就能自己学会各种软件的使用了。分析电泳条带也是从拍摄电泳照片开始的。用平时玩的数码相机拍摄的电泳条带一般不能用来进行定量的分析。而必须使用专门的拍摄设备。大家一般称它为“凝胶成像系统”。它集中了观察，拍摄与分析凝胶的所有功能。一个凝胶成像系统包括了三个部分，暗箱，相机与电脑上的控制分析程序。让我们从使用成像系统的操作方法中来了解如何正确地拍摄与分析凝胶吧。 0 http://img.dxycdn.com/upload/2009/05/02/72294527.jpg

平板电泳，1×TBE琼脂糖1.2%，有总DNA、50V，也有PCR产物、150V，都是等胶凉了以后先点样再放进电泳槽的。VL Photo-print 215 SD成像系统。出的条带都不是很干净的一条线，有点带点“凹”字形，有的就成了“口”字形了（接近点样孔的大小）。帮忙分析下都可能会有哪些因素http://edu.emuch.net/attachment/f6/46/1554936_1329815398_172.jpg总DNAhttp://edu.emuch.net/attachment/ca/e9/1554936_1329815491_811.jpghttp://edu.emuch.net/attachment/a9/d1/1554936_1329815498_911.jpg口字形

qpcr产物DNA电泳，内参有条带，目的基因没有条带什么原因？[img]http://ng1.17img.cn/bbsfiles/images/2018/02/201802080843332737_6042_3221779_3.jpg[/img]

这几天一直在跑电泳，但是情况不大好，条带粗还有偏移。我的样品中盐离子浓度很高的，各个样品的pH值有些差别，不知道这对条带有没有影响？要怎么处理呢？谢谢！

1. 旋转图片rotate image。大家也许没把这当回事。也许是一般拍摄的照片是正好不需要旋转的。对分析软件来说，电泳图片的方向是有要求的，就是加样孔必须在图片正上方，而且必须保持泳道与条带的方向横平竖直。如果不是，就必须旋转图片调正。2. 选择泳道位置lanes。似乎就是用一个矩形框把一个个泳道给框起来。不必全选的，测哪几个泳道就框哪几个。3. 选择条带位置 bands。在泳道里再截出一个框把条带给框住。与泳道一样，只需框住需要测量的条带。在选择泳道与条带时，软件可以自动选择，但是一般情况下，这个功能没用。还是自己手工选择比较方便。软件大多会有一个line profile图来帮助选择条带范围，这个图上面的曲线表现的是泳道上的光密度分布，一个峰表现的就是一个条带，峰顶是条带位置，条带的范围就是这个峰的两个山脚。会有一对方括号形状来表示条带范围，要用鼠标拖这对方括号到相应的山脚处。 0 http://img.dxycdn.com/upload/2009/05/03/56789917.snap.jpg

5.条带两边翘起中间凹下的原因（︶）在较厚的凝胶中，由于凝胶不均匀冷却，中间部分凝固不好。电泳系统温度偏高。处理办法：待其充分凝固再作后续实验。6.条带两边向下中间鼓起的原因（︵）一般原因是两板之间的底部间隙气泡未排除干净，或聚合不完全。处理办法：可在两板间加入适量缓冲液，以排除气泡。7.条带偏斜原因：电极不平衡或者加样位置偏斜。8.条带两边扩散原因：加样量过多。9.电泳的条带过粗电泳中条带很粗是常见的事，主要是浓缩胶的原因。处理办法：适当增加浓缩胶的长度；保证浓缩胶贮液的pH正确；适当降低电压。

1．聚丙烯酰胺的30%母液会降解，要4度避光保存。 2．APS会失效，10%APS一般保质期才一个月左右。-20度分装长期保存。 3．注意Tris buff的PH值，以及平时所用的水的PH值。PH值改变会使带型非常怪异，所有蛋白和溴酚蓝压成一条细线（即便在分离胶中），如果溴酚蓝前有红色染料，那么此染料彗星式拖尾从溴酚蓝一直延伸到胶底部（溴酚蓝此时涌动极缓慢，位于胶中上部） 4．上下层式电泳装置若漏液，哪边漏液，电泳条带往哪边倾斜。内外式电泳装置漏液，则装置处于短路状态，液体会过热。SDS-PAGE胶可能局部自溶，条带扭曲、变形。

[b]＊样品制备[/b][list][*]样品必须完全溶解于上样缓冲液，否则不能在凝胶中移动。样品太浓可能产生假相。[*]样品缓冲液包含盐类（维持样品）、甘油（增加重量从而使样品下沉至点样孔）、以及示踪染料（以便监测电泳进程）。[*]样品缓冲液可以分装成小部分冻存。[*]缓冲液加到凝胶上之后才能点样。[*]样品缓冲液中的示踪染料可以指示什么时候终止电泳。两种最常用的染料是漠酚蓝(BPB) 与二甲基苯青FF 。[/list][b]＊标准分子质量[/b][list][*]标准分子质量应同时电泳，用来检测电泳进展以及分析结果。[*]使用相适应的标准分子质量。[*]胶连同分子质量标准物一起拍照。标上各条带的大小。[*]标准分子质量有带标记的与不带标记的两种。标记可以是荧光、发光体或者放射性元素。如果手边没有带标记的标准物，可以将染色后的胶与事后标记的印迹相比较。[*]在每一块胶的同一泳道点上标准物。把标准物加在第一个泳道，就能知道胶的方向。[*]点上正对照与负对照。[/list][b]＊样式[/b][list][*]琼脂糖凝胶一般以水平方向进行电泳，而聚丙烯酰胺凝胶则是以垂直方向进行电泳。潜水型胶是一种水平方向胶，凝胶被浸淹在电泳槽的底部。[*]凝胶可以制成多种大小。测序胶必须制成大胶，但是对于大多筛选与转移用胶，甚至包括双向凝胶来说，只要不是把分子量相近的条带区分割，小型胶就可以了。[*]毛细管电泳利用开口狭小的毛细管来进行DNA 、蛋白质和其他小分子的自动高效分离。分离是与检测分析相连，就像色谱仪器一样。只有专门实验室才有毛细管电泳设备。[/list][b]＊凝胶[/b][list][*]聚丙烯酰胺VS 琼脂糖。尽管凝胶电泳可以在滤纸、醋酸纤维素、淀粉或者其他基质上进行，大多数研究者还是只采用聚丙烯酰胺或琼脂糖凝胶。两种都是多孔性胶，像分子筛样起作用（聚丙烯酰胺或者琼脂糖的百分比越高孔越小）。理论上，任何一种都可以用来分离DNA 、RNA 或者蛋白质。但是，聚丙烯酰胺在低百分比浓度时很软，难以用手操作。一般采用高百分比浓度，用以分析蛋白质和小核苷酸。[*]低百分比琼脂糖凝胶相对较硬，易于操作，用来分离目的分子，如DNA和RNA或者巨大的蛋白质和蛋白质复体。[*]胶的浓度必须与片断大小相适应。[*]每次切去胶的同一小角。这样，万一胶掉落、翻转或在转移过程中放置凝胶，都能给定位做参考。[/list][b]＊缓冲液[/b][list][*]大多数电泳缓冲液配成高浓度母液，在电泳前稀释。[*]每一种缓冲液在某一电流时会有特定的电压。要认识每一种缓冲液的特性，这样，出错时，就马上可以注意到。[/list][b]＊电源[/b][list][*]电源输出有几种模式：稳压(mV) 、稳流（安培，或者简称安）以及稳功率（瓦特，瓦） 。许多型号允许设定程序，在各种模式之间自动转换。这样可以使用最佳的电压（ 在电泳过程中可能发生变化）同时不超出容量。[*]不是所有的电源输出装置都相同，所以不能简单地将电泳装置接到任意装置上。要清楚你需要什么电流或者电压，然后找出需要的装置。[*]大多数实验室都有不止一个电源装置用于测序胶（要求高电压）、电泳转移（要求高电流）以及用于琼脂糖和聚丙烯酰胺电泳（使用大范围的电压）的装置。很少有电源装置能同时满足所有的要求。[*]变性蛋白胶与DNA和RNA胶中的样品会从负极（阴极）移到正极（阳极） 。用红色导线接正极（＋），黑色导线接负极（一）。可以用同一个电源输出装置同时进行几块胶的电泳，但是没问过其他人前不要这样做，因为电泳条件会发生变化。[*]设置闹钟提醒自己察看胶。特别是当你要察看低分子质量的分子时，样品很容易跑出胶进入缓冲液中。[*]接触任何东西前，确信电泳装置必须处于断电状态。如果电源没被切断，不要进行任何操作！ 电流效应[/list][b]固定[/b][list][*]凝胶是否需要固定取决于用途。需要染色的胶一般需要固定，而用于转移的胶则不需要固定。[/list][b]＊干燥[/b][list][*]通过出去胶上的水，胶基质变薄。干燥之后的胶在放射自显影后条带更清晰。[*]在凝胶干燥仪上干燥一块胶不需1小时。凝胶干燥仪可以加热，从而加快干燥过程。[/list][b]＊染色[/b][list][*]DNA与RNA的染色可以通过在电泳前把染料加到样品中完成，也可以在事后染色。[*]蛋白质胶在电泳后染色。[/list][b]＊记录[/b][list][*]凝胶经溴化乙锭染色后的Polaroid照片与蛋白质凝胶的35 mm照片是最常用的记录方式。[*]数字记录与分析系统最常使用，所有数据可以直接用来演示。[*]各种转移的记录方式取决于体系与实验。例如，放射自显影与化学发光结果可以记录在X射线胶片上，而信号可用光密度计定量。[/list][b]＊确定分子质量[/b][list][*]蛋白质的分子质量可用SDS-PAGE确定，而DNA与RNA的分子质量可以由琼脂糖凝胶电泳来确定。对某一分子而言，其分子质量的对数与其Rf（相对迁移距离）存在线性关系。以标准物的迁移距离对其分子质量的对数作图，得到标准曲线，而样品的Rf 值一也就是分子质量一可以由图外推得到。1.制胶，胶的浓度应最适宜分离分子质量相近的分子。同时电泳分子质量标准物，其范围涵盖有目的分子的大致大小。2.跑胶，防止染料前沿跑出胶的边际。3.胶染色，拍照。如果样品是放射性标记的，你可以使用放射性标记的标准物或者把胶与放射自显影胶片相比较。4.测定从样品孔到每一标准条带的距离。计算每个数值的对数，画到常规图纸的Y 轴上。X 轴上是迁移的距离（以厘米计最方便）。对大多数标准物条带应该得到一条盲线。5.把样品迁移距离画到图上。外推标准曲线，确定分子质量。[/list]

本人分离纯化得到的一个蛋白，电泳条带基本单一，MALDI测分子量出来的峰有分叉，说明有两个蛋白质呢还是同一个蛋白也有可能是这样的结果？

http://simg.instrument.com.cn/bbs/images/default/emyc1009.gifhttp://simg.instrument.com.cn/bbs/images/default/emyc1007.gif 实验室搬新楼了，原来做QTL定位开发标记的同学面临一个新的挑战，由于聚丙烯酰胺凝胶电泳污染较严重，而且这种污染不可控制，所以新的实验楼规定，一律不准装用使用聚丙酰胺凝胶电泳设备。 上有政策，下有对策。于是，老师们狠下心斥“巨资”买了几台新型仪器-毛细管凝胶电泳仪，替代PAGE。http://simg.instrument.com.cn/bbs/images/default/em09503.gif 大家也是厌烦了标记室的脏乱，对于新的仪器充满了期待。这不，新的仪器刚到，都开始围观了。在仪器工程师讲解使用方法时，纷纷拿出笔和本子全程跟踪记录学习，热情高涨。。。按理来说，接下来就是如火如荼的进行试验了。如果真是这样的话我也就不必大肆渲染大家买仪器是的激动心情了。事实是这样的，经过半个月的试用，旧楼的标记室又热闹了起来。反观新仪器，反而是冷清的在那里歇着，无人问津。这是怎么回事呢，可以从毛细管电泳和PAGE的优缺点来分析。1 优点。http://simg.instrument.com.cn/bbs/images/default/em09505.gif 实验环境整洁干净，整个实验需要的就只有一台电泳设备和一台电脑，占地面积小，实验过程中也不需要把板子什么的从一个槽子拿出换到另一个槽子，实验只在一台电泳仪上就可以完成；实验操作简单，PAGE需要先做洗板子，擦板子，做板子，上样预热，点样，下板子，染色，显色多个步骤，但是毛细管电泳其他试剂都是先配好可以多次使用的，电泳时只需看一下胶和缓冲液的亮量，准备好样品即可，通过电脑设置运行即可，中途不需要其他操作，十分方便；实验污染毒害小，实验过程中不需要用到TEMED,过硫酸铵，硅化剂，甲醛等有害物质，因此污染少很多，对实验操作人员带来了很好的保护；带型清晰，因为毛细管电泳时紫外显色，电脑读取数据，因此在电泳时可以实时观测跑胶情况，条带可以通过调节背景和条带亮度分析等来判别。2 缺点。http://simg.instrument.com.cn/bbs/images/default/em09508.gif 费时间，一次只能跑一板样，一天下来只能跑10板左右；读带费时，有些标记背景条带多，读带时好不区分主带和杂带；维护复杂，毛细管管径很小，对样品浓度，PH等都有要求，每周需要清洗维护，在维护方面比PAGE室要更花心思；对标记要求高，有些标记不好，杂带多的话不适用于该电泳仪；成本高，试剂都要向公司购买，成本相对PAGE高一些。 凡事都有两面性。总的来说，毛细管的发明方便了我们的实验操作，但是关于他的适用性还需要进一步改进。http://simg.instrument.com.cn/bbs/images/default/em09511.gif

关于胶原蛋白电泳问题哪位大侠做过胶原蛋白的PAGA-SDS电泳呀，给点经验指导吧，我的胶原蛋白跑不出来条带，买的SIGMA的Ⅰ型和Ⅱ型也跑不出来条带。谢谢！

电泳技术发展简史 1809年俄国物理学家Рейсе首次发现电泳现象。他在湿粘土中插上带玻璃管的正负两个电极，加电压后发现正极玻璃管中原有的水层变混浊，即带负电荷的粘土颗粒向正极移动，这就是电泳现象。 1909年Michaelis首次将胶体离子在电场中的移动称为电泳。他用不同pH的溶液在U形管中测定了转化酶和过氧化氢酶的电泳移动和等电点。 1937年瑞典Uppsala大学的Tiselius对电泳仪器作了改进，创造了Tiselius电泳仪，建立了研究蛋白质的移动界面电泳方法，并首次证明了血清是由白蛋白及α、β、γ球蛋白组成的，由于Tiselius在电泳技术方面作出的开拓性贡献而获得了1948年的诺贝尔化学奖。 1948年Wieland和Fischer重新发展了以滤纸作为支持介质的电泳方法，对氨基酸的分离进行过研究。 从本世纪50年代起，特别是1950年Durrum用纸电泳进行了各种蛋白质的分离以后，开创了利用各种固体物质（如各种滤纸、醋酸纤维素薄膜、琼脂凝胶、淀粉凝胶等）作为支持介质的区带电泳方法。 1959年Raymond和Weintraub利用人工合成的凝胶作为支持介质，创建了聚丙烯酰胺凝胶电泳，极大地提高了电泳技术的分辨率，开创了近代电泳的新时代。30多年来，聚丙烯酰胺凝胶电泳仍是生物化学和分子生物学中对蛋白质、多肽、核酸等生物大分子使用最普遍，分辨率最高的分析鉴定技术，是检验生化物质的最高纯度：即“电泳纯”（一维电泳一条带或二维电泳一个点）的标准分析鉴定方法，至今仍被人们称为是对生物大分子进行分析鉴定的最后、最准确的手段，即“Last Check”。 由80年代发展起来的新的毛细管电泳技术，是化学和生化分析鉴定技术的重要新发展，己受到人们的充分重视。4.2 电泳的基本原理 电泳是指带电颗粒在电场的作用下发生迁移的过程。许多重要的生物分子，如氨基酸、多肽、蛋白质、核苷酸、核酸等都具有可电离基团，它们在某个特定的pH值下可以带正电或负电，在电场的作用下，这些带电分子会向着与其所带电荷极性相反的电极方向移动。电泳技术就是利用在电场的作用下，由于待分离样品中各种分子带电性质以及分子本身大小、形状等性质的差异，使带电分子产生不同的迁移速度，从而对样品进行分离、鉴定或提纯的技术。 电泳过程必须在一种支持介质中进行。Tiselius等在1937年进行的自由界面电泳没有固定支持介质，所以扩散和对流都比较强，影响分离效果。于是出现了固定支持介质的电泳，样品在固定的介质中进行电泳过程，减少了扩散和对流等干扰作用。最初的支持介质是滤纸和醋酸纤维素膜，目前这些介质在实验室已经应用得较少。在很长一段时间里，小分子物质如氨基酸、多肽、糖等通常用滤纸或纤维素、硅胶薄层平板为介质的电泳进行分离、分析，但目前则一般使用更灵敏的技术如HPLC等来进行分析。这些介质适合于分离小分子物质，操作简单、方便。但对于复杂的生物大分子则分离效果较差。凝胶作为支持介质的引入大大促进了电泳技术的发展，使电泳技术成为分析蛋白质、核酸等生物大分子的重要手段之一。最初使用的凝胶是淀粉凝胶，但目前使用得最多的是琼脂糖凝胶和聚丙烯酰胺凝胶。蛋白质电泳主要使用聚丙烯酰胺凝胶。 电泳装置主要包括两个部分：电源和电泳槽。电源提供直流电，在电泳槽中产生电场，驱动带电分子的迁移。电泳槽可以分为水平式和垂直式两类。垂直板式电泳是较为常见的一种，常用于聚丙烯酰胺凝胶电泳中蛋白质的分离。电泳槽中间是夹在一起的两块玻璃板，玻璃板两边由塑料条隔开，在玻璃平板中间制备电泳凝胶，凝胶的大小通常是12cm ? 14 cm，厚度为1mm～2 mm，近年来新研制的电泳槽，胶面更小、更薄，以节省试剂和缩短电泳时间。制胶时在凝胶溶液中放一个塑料梳子，在胶聚合后移去，形成上样品的凹槽。水平式电泳，凝胶铺在水平的玻璃或塑料板上，用一薄层湿滤纸连接凝胶和电泳缓冲液，或将凝胶直接浸入缓冲液中。由于pH值的改变会引起带电分子电荷的改变，进而影响其电泳迁移的速度，所以电泳过程应在适当的缓冲液中进行的，缓冲液可以保持待分离物的带电性质的稳定。

看到这篇文章内容不错，转载下来，希望对大家的实验操作有所帮助。 尽管有了教科书、仪器说明书、产品操作指南和网络教程，但周围仍存在着多种错误的操作步骤，使电泳运行反复出现问题，并导致不适当的结果。迷你系统的相对低分辨率以及短运行时间常常掩盖了这些问题。然而，在大型凝胶的高分辨率双向电泳中，这也是蛋白质组学中最重要的分离方法之一，这些错误的后果会变得更为明显。来自GE Healthcare Life Sciences的Reiner Westermeier博士指出了电泳中常犯的几点错误。 1. 聚丙烯酰胺凝胶的交联系数的错误计算聚丙烯酰胺凝胶的孔大小是由两种因素控制的：丙烯酰胺的总浓度T和交联度C：http://www.ebiotrade.com/imagewatermark/UploadFile/2011031817245713.JPG 其中a是丙烯酰胺的质量，以g为单位，b是亚甲基双丙烯酰胺的质量，以g为单位，V是体积，以mL为单位。错误有时候假设给定的丙烯酰胺总浓度T就是单位体积中丙烯酰胺的百分比，而交联系数C就是单位体积中亚甲基双丙烯酰胺的百分比。这导致凝胶中交联剂的含量过高，产生了不透明的凝胶，不但易碎，而且高度疏水。正确的操作根据上面的等式配置溶液，或者使用即用型的丙烯酰胺/亚甲基双丙烯酰胺储备液，它可从不同的来源购买到。2. 聚丙烯酰胺凝胶的聚合温度和时间丙烯酰胺和亚甲基双丙烯酰胺的聚合通常在30分钟至一小时内发生。然而，在这段时间内，基质的形成并没有结束。所谓的沉默聚合仍在继续，直至完整的基质形成。这一部分的聚合过程需要数小时，并且只在室温（20-25°C）下才能高效开展。错误在有些实验室，聚丙烯酰胺凝胶在冰箱或冷库中聚合，或者在聚合开始后一个或几个小时就已经使用。这可能会造成分离的干扰，尤其是当蛋白必须在天然条件下分离时。并且，若下游必须开展质谱分析，那么未完全聚合的丙烯酰胺单体或寡聚物会在质谱图中产生高的背景噪音。正确的操作让凝胶聚合在室温下过夜进行。如果需要，凝胶可随后储存在冰箱或冷库中。3. SDS样品中产生聚集物单向SDS聚丙烯酰胺凝胶电泳的样品通常须在1-2 % SDS和1 %（w/v）DTT（≈65 mM）或2 %（v/v）β-巯基乙醇（≈350 mM）存在时煮沸几分钟，以实现多肽链的彻底变性和解折叠。错误样品常常在冷却后直接上样到SDS凝胶中。通常还原剂被部分氧化，其中一部分半胱氨酸不受保护，导致重折叠和多肽间聚集物的形成。重折叠形成模糊的区带，有时是两条带。一些聚集物在高分子量区域形成了人为的区带；其他聚集物则过大，无法进入凝胶，在点样孔形成了沉淀聚集。还原剂的过量可能在整个凝胶上40-60 kDa的分子量范围内形成两条或三条水平线。正确的操作煮沸后让样品冷却至60°C左右，然后加入碘乙酰胺。通常我们在100 μl样品中加入10 μl 20%（w/v）的碘乙酰胺水溶液，并在室温下孵育30分钟。通过这一步，我们可以获得更为锐利的条带，并排除了一些假象，如两条带、其他的高分子量条带、点样孔中的沉淀，以及凝胶上的线。

1.体系配制时候最关键的几个试剂一定要确定它们还有效、或者还没被污染：引物，酶，超纯水。这些东西最好自己收好，写上个人的名字放好，冰盒上记得带上橡皮筋，这样就不会因为别人翻冰箱时候把你的冰盒碰散了，试剂都碰掉。否则，你的试剂被污染了，到时候阴性对照狂出条带，再去找污染源很麻烦。而且配置体系时候要注意保持实验区的干净，事先可用小喷壶进行酒精喷雾，固定空气中的DNA，而且全程要戴手套，避免污染体系。2.pcr体系要摸准，最好用人家都做得很多的老体系来上手。3.要想得到漂亮的电泳图，可以在PCR开始时候就把胶倒上（前提是你的PCR总时间在1.5小时左右，并且1.5小时候之后你还在实验室.），让凝胶凉着，这样凝胶的上样孔会比较规则，胶体里面的其本身的孔径也会较规则。如果你要第二天再跑胶，千万记得把PCR完毕的样本放入4℃保存。第二天做时候建议把胶凉上25分钟左右。4.电泳上样时候建议使用排枪上样，不仅快速而且样本加到胶孔里的速度一致。当然，排枪上样最好选用进口枪头，国产枪头就不要想了。5.不管电泳室使用的频率高还是低，我都建议每次电泳时候更换电泳液，避免出现“︿”形条带。

PCR产物的电泳检测时间一般为48h以内，有些最好于当日电泳检测，大于48h后带型不规则甚致消失。一.假阴性，不出现扩增条带 PCR反应的关键环节有①模板核酸的制备，②引物的质量与特异性，③酶的质量及活性 ④PCR循环条件。寻找原因亦应针对上述环节进行分析研究。模板：①模板中含有杂蛋白质，②模板中含有Taq酶抑制剂，③模板中蛋白质没有消化除净，特别是染色体中的组蛋白，④在提取制备模板时丢失过多，或吸入酚。⑤模板核酸变性不彻底。在酶和引物质量好时，不出现扩增带，极有可能是标本的消化处理，模板核酸提取过程出了毛病，因而要配制有效而稳定的消化处理液，其程序亦应固定不宜随意更改。酶失活：需更换新酶，或新旧两种酶同时使用，以分析是否因酶的活性丧失或不够而导致假阴性。需注意的是有时忘加Taq酶或溴乙锭。引物：引物质量、引物的浓度、两条引物的浓度是否对称，是PCR失败或扩增条带不理想、容易弥散的常见原因。有些批号的引物合成质量有问题，两条引物一条浓度高，一条浓度低，造成低效率的不对称扩增，对策为：①选定一个好的引物合成单位。②引物的浓度不仅要看OD值，更要注重引物原液做琼脂糖凝胶电泳，一定要有引物条带出现，而且两引物带的亮度应大体一致，如一条引物有条带，一条引物无条带，此时做PCR有可能失败，应和引物合成单位协商解决。如一条引物亮度高，一条亮度低，在稀释引物时要平衡其浓度。③引物应高浓度小量分装保存，防止多次冻融或长期放冰箱冷藏部分，导致引物变质降解失效。④引物设计不合理，如引物长度不够，引物之间形成二聚体等。Mg2+浓度：Mg2+离子浓度对PCR扩增效率影响很大，浓度过高可降低PCR扩增的特异性，浓度过低则影响PCR扩增产量甚至使PCR扩增失败而不出扩增条带。反应体积的改变：通常进行PCR扩增采用的体积为20ul、30ul、50ul。或100ul，应用多大体积进行PCR扩增，是根据科研和临床检测不同目的而设定，在做小体积如20ul后，再做大体积时，一定要模索条件，否则容易失败。物理原因：变性对PCR扩增来说相当重要，如变性温度低，变性时间短，极有可能出现假阴性;退火温度过低，可致非特异性扩增而降低特异性扩增效率退火温度过高影响引物与模板的结合而降低PCR扩增效率。有时还有必要用标准的温度计，检测一下扩增仪或水溶锅内的变性、退火和延伸温度，这也是PCR失败的原因之一。靶序列变异：如靶序列发生突变或缺失，影响引物与模板特异性结合，或因靶序列某段缺失使引物与模板失去互补序列，其PCR扩增是不会成功的。二.假阳性，出现非特异性扩增带1.假阳性出现的PCR扩增条带与目的靶序列条带一致，有时其条带更整齐，亮度更高。引物设计不合适：选择的扩增序列与非目的扩增序列有同源性，因而在进行PCR扩增时，扩增出的PCR产物为非目的性的序列。靶序列太短或引物太短，容易出现假阳性。需重新设计引物。 靶序列或扩增产物的交叉污染：这种污染有两种原因：一是整个基因组或大片段的交叉污染，导致假阳性。这种假阳性可用以下方法解决：①操作时应小心轻柔，防止将靶序列吸入加样枪内或溅出离心管外。②除酶及不能耐高温的物质外，所有试剂或器材均应高压消毒。所用离心管及样进枪头等均应一次性使用。③必要时，在加标本前，反应管和试剂用紫外线照射，以破坏存在的核酸。二是空气中的小片段核酸污染，这些小片段比靶序列短，但有一定的同源性。可互相拼接，与引物互补后，可扩增出PCR产物，而导致假阳性的产生，可用巢式PCR方法来减轻或消除。2.出现非特异性扩增带PCR扩增后出现的条带与预计的大小不一致，或大或小，或者同时出现特异性扩增带与非特异性扩增带。非特异性条带的出现，其原因：一是引物与靶序列不完全互补、或引物聚合形成二聚体。二是Mg2+离子浓度过高、退火温度过低，及PCR循环次数过多有关。其次是酶的质和量，往往一些来源的酶易出现非特异条带而另一来源的酶则不出现，酶量过多有时也会出现非特异性扩增。其对策有：①必要时重新设计引物。②减低酶量或调换另一来源的酶。③降低引物量，适当增加模板量，减少循环次数。④适当提高退火温度或采用二温度点法(93℃变性，65℃左右退火与延伸)。3.出现片状拖带或涂抹带 PCR扩增有时出现涂抹带或片状带或地毯样带。其原因往往由于酶量过多或酶的质量差，dNTP浓度过高，Mg2+浓度过高，退火温度过低，循环次数过多引起。其对策有：①减少酶量，或调换另一来源的酶。②减少dNTP的浓度。③适当降低Mg2+浓度。④增加模板量，减少循环次数。

1.体系配制时候最关键的几个试剂一定要确定它们还有效、或者还没被污染：引物，酶，超纯水。这些东西最好自己收好，写上个人的名字放好，冰盒上记得带上橡皮筋，这样就不会因为别人翻冰箱时候把你的冰盒碰散了，试剂都碰掉。否则，你的试剂被污染了，到时候阴性对照狂出条带，再去找污染源很麻烦。而且配置体系时候要注意保持实验区的干净，事先可用小喷壶进行酒精喷雾，固定空气中的DNA，而且全程要戴手套，避免污染体系。2.pcr体系要摸准，最好用人家都做得很多的老体系来上手。3.要想得到漂亮的电泳图，可以在PCR开始时候就把胶倒上（前提是你的PCR总时间在1.5小时左右，并且1.5小时候之后你还在实验室.），让凝胶凉着，这样凝胶的上样孔会比较规则，胶体里面的其本身的孔径也会较规则。如果你要第二天再跑胶，千万记得把PCR完毕的样本放入4℃保存。第二天做时候建议把胶凉上25分钟左右。4.电泳上样时候建议使用排枪上样，不仅快速而且样本加到胶孔里的速度一致。当然，排枪上样最好选用进口枪头，国产枪头就不要想了。5.不管电泳室使用的频率高还是低，我都建议每次电泳时候更换电泳液，避免出现“︿”形条带。

电泳技术发展简史1809年俄国物理学家Рейсе首次发现电泳现象。他在湿粘土中插上带玻璃管的正负两个电极，加电压后发现正极玻璃管中原有的水层变混浊，即带负电荷的粘土颗粒向正极移动，这就是电泳现象。1909年Michaelis首次将胶体离子在电场中的移动称为电泳。他用不同pH的溶液在U形管中测定了转化酶和过氧化氢酶的电泳移动和等电点。1937年瑞典Uppsala大学的Tiselius对电泳仪器作了改进，创造了Tiselius电泳仪，建立了研究蛋白质的移动界面电泳方法，并首次证明了血清是由白蛋白及α、β、γ球蛋白组成的，由于Tiselius在电泳技术方面作出的开拓性贡献而获得了1948年的诺贝尔化学奖。1948年Wieland和Fischer重新发展了以滤纸作为支持介质的电泳方法，对氨基酸的分离进行过研究。从本世纪50年代起，特别是1950年Durrum用纸电泳进行了各种蛋白质的分离以后，开创了利用各种固体物质（如各种滤纸、醋酸纤维素薄膜、琼脂凝胶、淀粉凝胶等）作为支持介质的区带电泳方法。1959年Raymond和Weintraub利用人工合成的凝胶作为支持介质，创建了聚丙烯酰胺凝胶电泳，极大地提高了电泳技术的分辨率，开创了近代电泳的新时代。30多年来，聚丙烯酰胺凝胶电泳仍是生物化学和分子生物学中对蛋白质、多肽、核酸等生物大分子使用最普遍，分辨率最高的分析鉴定技术，是检验生化物质的最高纯度：即“电泳纯”（一维电泳一条带或二维电泳一个点）的标准分析鉴定方法，至今仍被人们称为是对生物大分子进行分析鉴定的最后、最准确的手段，即“Last Check”。由80年代发展起来的新的毛细管电泳技术，是化学和生化分析鉴定技术的重要新发展，己受到人们的充分重视。电泳的基本原理电泳是指带电颗粒在电场的作用下发生迁移的过程。许多重要的生物分子，如氨基酸、多肽、蛋白质、核苷酸、核酸等都具有可电离基团，它们在某个特定的pH值下可以带正电或负电，在电场的作用下，这些带电分子会向着与其所带电荷极性相反的电极方向移动。电泳技术就是利用在电场的作用下，由于待分离样品中各种分子带电性质以及分子本身大小、形状等性质的差异，使带电分子产生不同的迁移速度，从而对样品进行分离、鉴定或提纯的技术。电泳过程必须在一种支持介质中进行。Tiselius等在1937年进行的自由界面电泳没有固定支持介质，所以扩散和对流都比较强，影响分离效果。于是出现了固定支持介质的电泳，样品在固定的介质中进行电泳过程，减少了扩散和对流等干扰作用。最初的支持介质是滤纸和醋酸纤维素膜，目前这些介质在实验室已经应用得较少。在很长一段时间里，小分子物质如氨基酸、多肽、糖等通常用滤纸或纤维素、硅胶薄层平板为介质的电泳进行分离、分析，但目前则一般使用更灵敏的技术如HPLC等来进行分析。这些介质适合于分离小分子物质，操作简单、方便。但对于复杂的生物大分子则分离效果较差。凝胶作为支持介质的引入大大促进了电泳技术的发展，使电泳技术成为分析蛋白质、核酸等生物大分子的重要手段之一。最初使用的凝胶是淀粉凝胶，但目前使用得最多的是琼脂糖凝胶和聚丙烯酰胺凝胶。蛋白质电泳主要使用聚丙烯酰胺凝胶。

电泳技术发展简史1809年俄国物理学家Рейсе首次发现电泳现象。他在湿粘土中插上带玻璃管的正负两个电极，加电压后发现正极玻璃管中原有的水层变混浊，即带负电荷的粘土颗粒向正极移动，这就是电泳现象。1909年Michaelis首次将胶体离子在电场中的移动称为电泳。他用不同pH的溶液在U形管中测定了转化酶和过氧化氢酶的电泳移动和等电点。1937年瑞典Uppsala大学的Tiselius对电泳仪器作了改进，创造了Tiselius电泳仪，建立了研究蛋白质的移动界面电泳方法，并首次证明了血清是由白蛋白及α、β、γ球蛋白组成的，由于Tiselius在电泳技术方面作出的开拓性贡献而获得了1948年的诺贝尔化学奖。1948年Wieland和Fischer重新发展了以滤纸作为支持介质的电泳方法，对氨基酸的分离进行过研究。从本世纪50年代起，特别是1950年Durrum用纸电泳进行了各种蛋白质的分离以后，开创了利用各种固体物质（如各种滤纸、醋酸纤维素薄膜、琼脂凝胶、淀粉凝胶等）作为支持介质的区带电泳方法。1959年Raymond和Weintraub利用人工合成的凝胶作为支持介质，创建了聚丙烯酰胺凝胶电泳，极大地提高了电泳技术的分辨率，开创了近代电泳的新时代。30多年来，聚丙烯酰胺凝胶电泳仍是生物化学和分子生物学中对蛋白质、多肽、核酸等生物大分子使用最普遍，分辨率最高的分析鉴定技术，是检验生化物质的最高纯度：即“电泳纯”（一维电泳一条带或二维电泳一个点）的标准分析鉴定方法，至今仍被人们称为是对生物大分子进行分析鉴定的最后、最准确的手段，即“Last Check”。由80年代发展起来的新的毛细管电泳技术，是化学和生化分析鉴定技术的重要新发展，己受到人们的充分重视。电泳的基本原理电泳是指带电颗粒在电场的作用下发生迁移的过程。许多重要的生物分子，如氨基酸、多肽、蛋白质、核苷酸、核酸等都具有可电离基团，它们在某个特定的pH值下可以带正电或负电，在电场的作用下，这些带电分子会向着与其所带电荷极性相反的电极方向移动。电泳技术就是利用在电场的作用下，由于待分离样品中各种分子带电性质以及分子本身大小、形状等性质的差异，使带电分子产生不同的迁移速度，从而对样品进行分离、鉴定或提纯的技术。电泳过程必须在一种支持介质中进行。Tiselius等在1937年进行的自由界面电泳没有固定支持介质，所以扩散和对流都比较强，影响分离效果。于是出现了固定支持介质的电泳，样品在固定的介质中进行电泳过程，减少了扩散和对流等干扰作用。最初的支持介质是滤纸和醋酸纤维素膜，目前这些介质在实验室已经应用得较少。在很长一段时间里，小分子物质如氨基酸、多肽、糖等通常用滤纸或纤维素、硅胶薄层平板为介质的电泳进行分离、分析，但目前则一般使用更灵敏的技术如HPLC等来进行分析。这些介质适合于分离小分子物质，操作简单、方便。但对于复杂的生物大分子则分离效果较差。凝胶作为支持介质的引入大大促进了电泳技术的发展，使电泳技术成为分析蛋白质、核酸等生物大分子的重要手段之一。最初使用的凝胶是淀粉凝胶，但目前使用得最多的是琼脂糖凝胶和聚丙烯酰胺凝胶。蛋白质电泳主要使用聚丙烯酰胺凝胶。

第一节 概 述一. DNA的限制性内切酶酶切分析限制性内切酶能特异地结合于一段被称为限制性酶识别序列的DNA序列之内或其附近的特异位点上，并切割双链DNA。它可分为三类:Ⅰ类和Ⅲ类酶在同一蛋白质分子中兼有切割和修饰(甲基化)作用且依赖于ATP的存在。Ⅰ类酶结合于识别位点并随机的切割识别位点不远处的DNA，而Ⅲ类酶在识别位点上切割DNA分子，然后从底物上解离。Ⅱ类由两种酶组成: 一种为限制性内切核酸酶(限制酶)，它切割某一特异的核苷酸序列; 另一种为独立的甲基化酶，它修饰同一识别序列。Ⅱ类中的限制性内切酶在分子克隆中得到了广泛应用，它们是重组DNA的基础。绝大多数Ⅱ类限制酶识别长度为4至6个核苷酸的回文对称特异核苷酸序列(如EcoRⅠ识别六个核苷酸序列:5'- G↓AATTC-3')，有少数酶识别更长的序列或简并序列。Ⅱ类酶切割位点在识别序列中，有的在对称轴处切割，产生平末端的DNA片段(如SmaⅠ:5'-CCC↓GGG-3');有的切割位点在对称轴一侧，产生带有单链突出末端的DNA片段称粘性未端， 如EcoRⅠ切割识别序列后产生两个互补的粘性末端。5'…G↓AATTC…3' →5'… G AATTC…3'3'…CTTAA↑G …5' →3'… CTTAA G…5'DNA纯度、缓冲液、温度条件及限制性内切酶本身都会影响限制性内切酶的活性。大部分限制性内切酶不受RNA或单链DNA的影响。当微量的污染物进入限制性内切酶贮存液中时，会影响其进一步使用，因此在吸取限制性内切酶时，每次都要用新的吸管头。如果采用两种限制性内切酶，必须要注意分别提供各自的最适盐浓度。若两者可用同一缓冲液，则可同时水解。若需要不同的盐浓度，则低盐浓度的限制性内切酶必须首先使用，随后调节盐浓度，再用高盐浓度的限制性内切酶水解。也可在第一个酶切反应完成后，用等体积酚/氯仿抽提，加0.1倍体积3mol/L NaAc和2倍体积无水乙醇，混匀后置-70℃低温冰箱30分钟，离心、干燥并重新溶于缓冲液后进行第二个酶切反应。DNA限制性内切酶酶切图谱又称DNA的物理图谱，它由一系列位置确定的多种限制性内切酶酶切位点组成，以直线或环状图式表示。在DNA序列分析、基因组的功能图谱绘制、DNA的无性繁殖、基因文库的构建等工作中，建立限制性内切酶图谱都是不可缺少的环节，近年来发展起来的RFLP(限制性片段长度多态性)技术更是建立在它的基础上。构建DNA限制性内切酶图谱有许多方法。通常结合使用多种限制性内切酶，通过综合分析多种酶单切及不同组合的多种酶同时切所得到的限制性片段大小来确定各种酶的酶切位点及其相对位置。酶切图谱的使用价值依赖于它的准确性和精确程度。在酶切图谱制作过程中，为了获得条带清晰的电泳图谱，一般DNA用量约为0.5-1μg。限制性内切酶的酶解反应最适条件各不相同，各种酶有其相应的酶切缓冲液和最适反应温度(大多数为37℃)。对质粒DNA酶切反应而言， 限制性内切酶用量可按标准体系1μg DNA加1单位酶，消化1-2小时。但要完全酶解则必须增加酶的用量，一般增加2-3倍，甚至更多，反应时间也要适当延长。二. 凝胶电泳琼脂糖或聚丙烯酰胺凝胶电泳是分离鉴定和纯化DNA片段的标准方法。该技术操作简便快速，可以分辨用其它方法（如密度梯度离心法）所无法分离的DNA片段。当用低浓度的荧光嵌入染料溴化乙啶(Ethidium bromide， EB)染色，在紫外光下至少可以检出1-10ng的DNA条带，从而可以确定DNA片段在凝胶中的位置。此外，还可以从电泳后的凝胶中回收特定的DNA条带，用于以后的克隆操作。琼脂糖和聚丙烯酰胺可以制成各种形状、大小和孔隙度。琼脂糖凝胶分离DNA片度大小范围较广，不同浓度琼脂糖凝胶可分离长度从200bp至近50kb的DNA片段。琼脂糖通常用水平装置在强度和方向恒定的电场下电泳。聚丙烯酰胺分离小片段DNA(5-500bp)效果较好，其分辩力极高，甚至相差1bp的DNA片段就能分开。聚丙烯酰胺凝胶电泳很快，可容纳相对大量的DNA，但制备和操作比琼脂糖凝胶困难。聚丙烯酰胺凝胶采用垂直装置进行电泳。目前，一般实验室多用琼脂糖水平平板凝胶电泳装置进行DNA电泳。琼脂糖主要在DNA制备电泳中作为一种固体支持基质，其密度取决于琼脂糖的浓度。在电场中，在中性pH值下带负电荷的DNA向阳极迁移，其迁移速率由下列多种因素决定:1、DNA的分子大小:线状双链DNA分子在一定浓度琼脂糖凝胶中的迁移速率与DNA分子量对数成反比，分子越大则所受阻力越大，也越难于在凝胶孔隙中蠕行，因而迁移得越慢。2、琼脂糖浓度一个给定大小的线状DNA分子，其迁移速度在不同浓度的琼脂糖凝胶中各不相同。DNA电泳迁移率的对数与凝胶浓度成线性关系。凝胶浓度的选择取决于DNA分子的大小。分离小于0.5kb的DNA片段所需胶浓度是1.2-1.5%，分离大于10kb的DNA分子所需胶浓度为0.3-0.7%， DNA片段大小间于两者之间则所需胶浓度为0.8-1.0%。

电泳微流控芯片是一种结合了电泳和微流控技术的创新型生物分析工具。该技术整合了微流体学的优势，通过微小尺度的通道、电场和高度灵活的流动控制，实现了对生物分子的高效分离、检测和分析。[align=center][img=图片]https://img1.17img.cn/17img/images/202404/uepic/434f44d0-8ac9-452a-bfa1-fd7840c0c1cc.jpg[/img][/align][b]——技术原理——[/b]电泳原理：在电解质溶液中，位于电场中的带电离子在电场力的作用下，以不同的速度向其所带电荷相反的电极方向迁移的现象。电泳微流控芯片技术可以分为两种主要类型：毛细管电泳和芯片上电泳。毛细管电泳利用单根毛细管作为分离通道，而芯片上电泳则将电泳所需的缓冲液、电极等组件集成到一个微流控芯片上，实现设备的微小化和自动化。这种集成化设计使得电泳微流控芯片具有高通量、高效率、低样品消耗和快速分离等优点。电泳微流控芯片的原理主要基于电场驱动下的带电粒子在微尺度流道中的迁移与分离。具体来说，电泳微流控芯片利用微加工技术在芯片上构建微米级的流道，这些流道用于容纳电泳缓冲液。当在芯片两端施加电场时，缓冲液中的带电粒子（如DNA、蛋白质等）会根据其电荷和电场方向发生迁移。不同带电粒子由于其电荷、质量和形状的差异，在电场中的迁移速度会有所不同，从而实现粒子的分离。[b]——应用领域——[/b]电泳微流控芯片的应用领域非常广泛，涵盖了多个重要的科学和工业领域。以下是其主要的应用领域：1、生物医学：在生物医学领域，电泳微流控芯片技术主要用于DNA片段、多肽、蛋白质等生物分子的分离和分析。它被认为是后基因时代中最有希望攻克蛋白质研究、基因临床诊断等科学难题的分离分析手段之一。此外，电泳微流控芯片技术也被用于[url=https://insevent.instrument.com.cn/t/jp][color=#3333ff]PCR[/color][/url]反应，可以大大简化操作步骤，显著提高检测效率。2、新药物合成与筛选：电泳微流控芯片技术在新药研发过程中发挥着重要作用。它可以用于药物分子的分离和筛选，从而加速新药的研发进程。3、食品和商品检验：电泳微流控芯片技术可以用于食品中添加剂、污染物等的检测和分析，确保食品的安全和合规性。同时，它也可以用于商品的质量控制和检验。4、环境监测：在环境监测领域，电泳微流控芯片技术可用于水、土壤、空气等环境样本中有害物质的检测和分析，为环境保护和污染治理提供科学依据。5、刑事科学：电泳微流控芯片在法医学中具有重要的应用，特别是在DNA分离、检测和分析方面，对于个体身份的鉴定和犯罪现场的物证分析具有重要意义。6、其他科学领域：此外，电泳微流控芯片技术还广泛应用于军事科学、航天科学等其他重要科学领域，为这些领域的研究和发展提供了强大的技术支持。[b]——优势——[/b]1、高分辨率和快速分离：微流控芯片中的通道尺寸小，因此具有较高的分辨率和更快的分离速度。这使得它能够在短时间内准确地分离和识别出各种生物分子，如DNA、蛋白质等。2、低样品和试剂消耗：由于微流控芯片中的流体通道尺寸微小，所需的样品和试剂量大大减少。这既降低了分析成本，也减少了生物样本的浪费，对于珍贵的生物样本尤其重要。3、高通量分析能力：微流控芯片可以并行处理多个样品，实现高通量分析。这大大提高了分析效率，使得在短时间内能够处理更多的样本，适用于大规模的生物分子分析任务。4、易于集成和自动化：电泳微流控芯片可以与其他技术（如质谱联用）实现联合分析，进一步提高分析的准确性和灵敏度。此外，微流控芯片技术易于实现自动化，减少了人为操作的误差，提高了分析的准确性和可靠性。5、微型化和便携性：电泳微流控芯片采用微型化设计，使得整个分析系统更加紧凑和便携。这使得它可以在现场进行实时分析，无需复杂的实验室设备，为现场检测和即时分析提供了便利。[b]保利微芯公司简介[/b]保利微芯科技有限公司隶属中国保利集团公司，由保利置业集团有限公司投资，设计研发微流控生物芯片,公司具备技术先进的微流控生物芯片设计制造能力，已形成创新性的、技术领先的微流控芯片整体解决方案。可以承接国内外芯片设计、应用公司的微流控芯片生产订单，为即时诊断（POCT）、基因测序、环境保护、食品安全和科学研究等应用领域的客户提供有核心竞争力的高性价比芯片产品。[来源：保利微芯][align=right][/align]

目的蛋白质条带模糊电泳凝胶浓度选择不当。低于10Kd的小分子蛋白质要用Tricine胶。靠近前沿的电泳带分辨率不佳。根据分子量与凝胶孔径的关系，选择适当浓度的凝胶。蛋白质样品水解。注意除去蛋白质样品的内源性的水解酶，不要反复冻融。电泳时间过长或过短。溴酚蓝达到分离胶的底部即应该关闭电泳电源。缓冲溶液、SDS都要新鲜配制。避免加样过多，提高分辨率。小体积样品可给出窄带，加样体积根据样品浓度和凝胶厚度灵活掌握。一般上样体积为10-15uL（即2-10ug蛋白质）。加热变性后的蛋白质样品要放置到室温即电泳，不要久放，因为蛋白质的二硫键在高温下可能是会断开，但是暴露于空气中温度降低会重新形成二硫键，而且可能在过久放置过程中蛋白质可能会再折叠，更不要扔到冰箱里保存。